动物实验的基本知识和操作技术
第二章动物实验的基本知识和操作技术
第一节实验动物
药理学实验常用的动物有蛙、蟾蜍、小白鼠、大白鼠、豚鼠、家兔、猫和犬等。常根据实验目的和要求选用不同的实验动物。由于不同的动物具有不同的特点，故所选用的动物应能较好地反映试验药物的选择性作用，并符合节约的原则。
（一）、实验动物的选择原则
1、尽量选择与人体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物；
2、选用的实验动物的解剖、生理特点应符合实验目的；
3、根据人与实验动物对同一刺激的反应差异，选用具有明显反应的动物；
4、根据生物医学研究必须达到的精确度，选用结构功能简单又能反映研究指标的动物；
5、选用患有人类类似疾病的近交系或突变系动物；
6、选用与实验设计、技术条件、实验方法等相适应的标准化动物；
7、在不影响实验目的与结果的前提下，选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物；
8、供实验用的动物应具备质量合格证。
（二）、常用实验动物的特点
1、蛙和蟾蜍
离体心脏能较持久地有节律地搏动，常用于观察药物对心脏的作用；坐骨神经和腓肠肌标本可用来观察药物对周围神经、神经肌肉或横纹肌的作用；蛙的腹直肌还可以用于鉴定胆碱能药物的作用。
2、小白鼠
是实验室最常用的一种动物。易于大量繁殖，且价廉，适用需要大量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价比较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。
3、大白鼠
与小白鼠相似。一些在小白鼠身上不便进行的实验可选用大白鼠，如药物抗炎作用的实验常选用大白鼠踝关节制备关节炎的模型。此外，也可用大白鼠直接记录血压、作胆管插管，或用大白鼠观察药物的亚急性或慢性毒性。大白鼠的血压和人相近，且稳定，现常用于抗高血压药物实验。
4、豚鼠
是实验室常用动物之一。对组织胺很敏感，容易致敏，常用于平喘药和抗组胺药的实验。对结核菌亦敏感，故也用于抗结核药的研究。此外还用于离体心脏及平滑肌实验，其乳头肌和心房常用于电生理特性及心肌细胞动作电位实验，研究抗心律失常药物的机理。
5、家兔
温顺、易饲养，常用于观察药物对心脏、呼吸的影响及农药中毒和解救的实验。亦用于研究药物对中枢神经系统的作用、体温实验、热原检查及避孕药实验。
6、猫
与家兔比较，猫对外科手术的耐受性强，血压较稳定，故常用于血压实验，但价格较贵。此外，猫也常用于心血管药物及中枢神经系统药物的研究。
7、犬药理实验需大动物时常用犬。常用于观察药物对心脏泵功能和血流动力学的影响，心肌细胞电生理研究，降压药及抗休克药的研究等。犬还可以通过训练，用于慢性实验研究，如条件反射、高血压的实验治疗、胃肠蠕动和分泌实验、慢性毒性实验。
（三）、实验动物选择的注意事项
由于动物对外界刺激的反应存在个体差异，在选择实验动物时，还应注意动物的年龄、体重、性别、生理状态、健康状况及其品系、等级等因素对实验的影响。
二、实验动物的性别鉴别与编号
（一）、实验动物的性别鉴别
药理学实验常用的动物中，较大的动物(如家兔、猫、犬等)可以从生殖器分辨其性别，而较小的动物(如小白鼠、大白鼠、豚鼠等)的性别鉴别，通常以肛门与生殖孔之间的距离来判断，距离近者为雌性，距离远者为雄性。
（二）、实验动物的编号
药理实验中常用多只动物同时进行实验，为避免混乱应将动物进行编号。实验动物编号的目的在于将观察范围内的同种动物进行区别，以便于观察。常用的方法有染色法、耳缘剪孔法、烙印法和号牌法等，可根据实验目的、动物种类和具备的条件选用，一般编号应具有清晰易辨、简便耐久的特点。猫、犬、兔等较大的动物可用特别的号码牌固定于身上。小白鼠、大白鼠及白色家
兔等用黄色苦味酸涂于动物不同部位进行染色标记而编号。例如在小白鼠，右前肢皮肤外侧涂色标记为1号，腹部右外侧皮肤涂色标记为2号，右后肢皮肤外侧涂色标记为3号，头部皮肤涂色标记为4号，背部正中皮肤标记为5号，尾巴根部标记为6号，7、8、9号在左侧同1、2、3号，第10号不涂黄色。大白鼠的编号与小白鼠相同。
第二节实验动物的捉拿、给药和处死方法
（一）、小白鼠、大白鼠
1、捉拿法：小白鼠可采取双手法和单手法两种形式。
双手法：右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。此时迅速用左手拇指和食指捏住小白鼠颈背部皮肤(图1)，并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。
单手法：小白鼠置于笼盖上，先用左手食指与拇指抓住鼠尾，手掌尺侧及小指夹住尾根部，然后用左手拇指与食指捏住颈部皮肤。
图1 小白鼠的捉拿方法图2 大白鼠的捉拿方法
大白鼠容易激怒咬人，捉持时左手应戴防护手套或用厚布盖住大鼠，先用右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与手掌握住背部和腹部(图2)。不要用力过大，切勿捏其颈部，以免窒息致死。
2、给药方法
小白鼠
（1）、灌胃(po)：左手固定小鼠，右手持灌胃器，灌胃针头自口角进入口腔，紧贴上腭插入食道(图3)，如遇阻力，将灌胃针头抽回重插，以防损伤。常用灌胃量为0.1～0.2 ml/10g。
（2）、皮下注射(ih)：可用腹部、背部、腹股沟的皮下，此处皮肤比较松弛，也可由助手协助。注药量一般为0.1～0.2 ml/10g。
（3）、肌肉注射(im)：一人抓住小鼠头部皮肤和尾巴，另一人持连4号针头的注射器，将针头刺入后腿外侧肌肉。注射量一般不超过0.1～0.2 ml/只。（4）、静脉注射(iv)：将小鼠置入固定器，酒精涂擦尾部，以使血管扩张。自尾部末端刺入，刺入血管后抽针芯可见回血。常用注射量为0.1～0.2
ml/10g。
图3 小白鼠的灌胃方法图4 小白鼠的腹腔注射方法
（5）、腹腔注射(ip)：将小鼠固定后，从下腹部外侧进针，深度较皮下注射深(图4)。常用注射量为0.1～0.2 ml/10g。
大鼠灌胃、腹腔注射、皮下注射及尾静脉注射与小鼠相似。静脉注射也可在麻醉下行舌下静脉注射。
3、处死方法
（1）、颈椎脱位法：
术者左手持镊子或用拇指、食指固定小鼠头后部，右手捏住鼠尾，用力向后
上方牵拉，听到鼠颈部喀擦声即颈椎脱位，脊髓断裂，鼠瞬间死亡。
（2）、打击法：用手抓住鼠的尾并提起，朝地面用力撞击鼠头致死（也可用小木锤用力打击鼠头
（3）、吸入麻醉法：吸过量的乙醚。
（4）、大量放血法：可采用眼眶动、静脉放血致死。
（5）、空气栓塞法：将空气急速注入静脉致死。小白鼠可注入0.3-0.5ml 空气。
（二）蛙和蟾蜍
1、捉拿法：
左手握持蛙或蟾蜍，食指和中指夹住左前肢，拇指压住右前肢；右手将双下肢拉直，左手无名指及小指将其压住而固定。此法用于淋巴囊注射。毁脑和毁脊髓则用左手食指和中指夹持蛙或蟾蜍的头部，拇指和无名指小指握持双下肢，右手持刺针进行操作。
2、给药方法
蛙皮下有数个淋巴囊(图5)，注药易吸收，常用腹淋巴囊。注药时，将蛙四肢固定，使腹部向上，注射针头从蛙大腿上部刺入，经大腿肌层入腹壁肌层，再浅出至腹壁皮下，即是腹淋巴囊。此法可避免药液外漏。注药量一般为
0.25～1.0 ml/只。
图5 青蛙的淋巴囊分布
3、处死方法
断头、毁脑法：常用于蛙类。可用剪刀剪去头部或用金属探针经枕骨大孔破坏大脑和脊髓而致死。大鼠和小鼠也可用断头法处死，术者需戴手套，两手分别抓住鼠头与鼠身，拉紧并显露颈部，由助手持剪刀，从颈部剪断头部。
（三）、豚鼠
1、捉拿法：
豚鼠性情温顺不咬人，可用左手直接从背侧握持前部躯干，体重小者用一只手捉持，体重大者宜用双手，右手托住臀部(图6)
2、给药方法
灌胃（见图6）、皮下注射、肌肉注射及腹腔注射方法基本同小鼠，给药量稍多。静脉注射可选后脚掌外侧静脉或颈外静脉。
图5 豚鼠的捉拿方法
图6 豚鼠的灌胃方法
3、处死方法
豚鼠可采用注射麻醉法，即注射戊巴比妥钠麻醉处死。豚鼠可注射麻醉剂量的3倍以上的量腹腔内注射。还可采用吸入麻醉法。
（四）家兔
1、捉拿法：
用左手抓住颈背部皮肤(抓的面积越大，其吃重点越分散)，将兔提起，以左手托住其臀部，使兔呈坐位(图7)
图7 家兔的捉拿方法
2、给药方法
（1）灌胃：一人将兔身固定于腋下，一手固定兔头，另一手将开口器放入兔口。另一人将导尿管从开口器孔插入口内，再慢慢插入食道和胃(图8)。为慎重起见，可将胃管外端放入水中，如无气泡，则可证实导尿管在胃内。灌胃量一般为10 ml/kg。如用兔固定盒，可由一人操作。
图8 家兔的灌胃方法
（2）、静脉注射：
一人固定兔身和兔头，另一人在兔耳边缘血管(耳缘静脉)扩张后，从静脉末端刺入血管，左手拇指和食指固定针头和兔耳，右手注药(图9)。注药量一般为2 ml/kg，等渗液可达10 ml/kg。
皮下、肌肉、腹腔注射与鼠类相似。常用注药量分别0.5、1.0、5.0 ml/kg。
3、处死方法
采用注射麻醉法：急速注射1.5-2 ml/kg（50 mg/ ml）戊巴比妥钠如兔的耳缘静脉；大量放血法（暴露颈动脉放血）；空气栓塞法（注入10-20 ml空气）。
（五）猫
1、捉拿法：
猫较为温顺，可用一只手捉住猫的颈部皮肤，另一只手托起四肢部抱起(图9)。对凶暴猫，将手慢慢伸入笼内，轻抚猫的背、头、颈部。一只手抓住猫的颈部，取出笼外，另一只手捉住从背到腰部的皮肤。当猫不许手接触它的皮肤时，可用皮手套或用网捉拿。
图9 家兔的耳缘静脉注射方法
图10 猫的捉拿方法
2、给药方法
与兔基本相同
3、处死方法
采用注射麻醉法：静脉或腹腔内急速注射戊巴比妥钠麻醉剂量的2-3倍；大量放血法（暴露颈动脉放血）；空气栓塞法（注入10-20 ml空气）。
（六）、犬
1、捉拿法：
用一捕犬叉夹住犬颈，另一人用一粗棉带绑住嘴巴，使其不能咬人。如系驯顺犬，可突然捉住两耳，将前足提高，然后绑嘴巴。绑嘴的方法是将扁带绕上下颌一周，在上颌上打一结，然后转向下颌，再作一结，最后将带牵引至头后颈背上打第三结，在此结上须再打一活结以固定之。
2、给药方法
腹腔注射：犬被夹住后，用力将犬的颈、头压在地上，提起侧后肢，将药注入腹腔。
静脉注射：可从后肢外侧小隐静脉或前肢皮下头静脉注射。
3、处死方法
采用注射麻醉法：静脉急速注射戊巴比妥钠100 mg/ kg；大量放血法（暴露股动、静脉放血）；空气栓塞法（注入70-150 ml空气）。
第二节实验动物的取血方法
一、小鼠和大鼠
1、剪尾取血法：
将清醒鼠装入深颜色的布袋中，将鼠身裹紧，露出尾巴，用酒精涂擦或用温水浸泡使血管扩张，剪断尾尖后，尾静脉血即可流出，用手轻轻地从尾根部向尾尖挤捏，可取到一定量的血液。取血后，用棉球压迫止血。也可采用交替切割尾静脉方法取血。用一锋利刀片在尾尖部切破一段尾静脉，静脉血即可流出，每次可取0.3～0.5 ml，供一般血常规实验。三根尾静脉可替换切割，由尾尖向根部切割。由于鼠血易凝，需要全血时，应事先将抗凝剂置于采血管中，如用血细胞混悬液，则立即与生理盐水混合。
2、眼球后静脉丛取血法：
左手持鼠，拇指与中指抓住颈部皮肤，食指按压头部向下，阻滞静脉回流，使眼球后静脉丛充血，眼球外突。右手持1％肝素溶液浸泡过的自制吸血器，从内呲部刺入，沿内下眼眶壁，向眼球后推进4～5 mm，旋转吸血针头，切开静脉丛，血液自动进入吸血针筒，轻轻抽吸血管(防止负压压迫静脉丛使抽血更困难)，拔出吸血针，放松手压力，出血可自然停止。也可用特制的玻璃取血管(管长7～10 cm，前端拉成毛细管，内径0.1～1.5 mm，长为1 cm，后端管径为0.6 cm)。必要时可在同一穿刺孔重复取血。此法也适用豚鼠和家兔。
3、眼眶取血法：
左手持鼠，拇指与食指捏紧头颈部皮肤，使鼠眼球突出，右手持弯镊或止血钳，钳夹一侧眼球部，将眼球摘出，鼠倒置，头部向下，此时眼眶很快流血，将血滴入预先加有抗凝剂的玻璃管内，直至流血停止。此法由于取血过程中动物未死，心脏不断跳动，一般可取鼠体重4％～5％的血液量，是一种较好的取血方法，但只适用一次性取血。
4、心脏取血：
动物仰卧固定于鼠板上，用剪刀将心前区毛剪去，用碘酒、酒精消毒此处皮肤，在左侧第3～4肋间用左手食指摸到心搏，右手持连有4～5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当针头正确刺入心脏时，鼠血由于心脏跳动的力量，血自然进入注射器。
5、断头取血：
实验者带上棉手套，用左手抓紧鼠颈部位，右手持剪刀，从鼠颈部剪掉鼠头迅速将鼠颈端向下，对准备有抗凝剂的试管，收集从颈部流出的血液，小鼠可取血0.8～1.2 ml，大鼠可取血5～10 ml。
6、颈动静脉、股动静脉取血：
麻醉动物背位固定，一侧颈部或腹股沟部去毛，切开皮肤，分离出静脉或动脉，注射针沿动静脉走向刺入血管。20 g小鼠可抽血0.6 ml，300 g大鼠可抽血8 ml。也可把颈静脉或颈动脉用镊子挑起剪断，用试管取血或注射器抽血，股静脉连续多次取血时，穿刺部位应尽量靠近股静脉远心端。
二、豚鼠
1、心脏取血：
需二人协作进行，助手以两手将豚鼠固定，腹部面向上，术者用左手在胸骨左侧触摸到心脏搏动处，一般在第4～6肋间、选择心跳最明显部位进针穿刺。针头进入心脏，则血液随心跳而进入注射器内，取血应快速，以防在试管内凝血。如认为针头已刺入心脏，但还未出血时，可将针头慢慢退出一点即可。失败时应拔出重新操作，切忌针头在胸腔内左右摆动，以防损伤心脏和肺脏而致动物死亡。此法取血量大，可反复采血。
2、背中足静脉取血：
助手固定动物，将其右或左后肢膝关节伸直提到术者面前，术者将动物脚背用酒精消毒，找出背中足静脉，以左手的拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手拿注射针刺入静脉，拔针后立即出血，呈半球状隆起，用纱布或棉花压迫止血。可反复取血，两后肢交替使用。
三、家兔
1、心脏取血：
将动物仰卧在兔板上，剪去心前区毛，用碘酒、酒精消毒皮肤。用左手触摸胸骨左缘第3～4肋间隙，选择心脏跳动最明显处作穿刺点，右手持注射器，将针头插入胸腔，通过针头感到心脏跳动时，再将针头刺进心脏，然后抽出血液。
2、耳缘静脉取血：
选好耳缘静脉，拔去被毛，用二甲苯或75％酒精涂擦局部，小血管夹子夹紧耳根部，使血管充血扩张．术者持粗针头从耳尖部的血管逆回流方向入静脉取血，或用刀片切开静脉，血液自动流出，取血后用棉球压迫止血，一般取血
量为2～3 ml，压住侧支静脉，血液更容易流出，取血前耳缘部涂擦液体石蜡，可防止血液凝固。
3、耳中央动脉取血：
免置入固定箱内，用手揉擦耳部，使中央动脉扩张。左手固定兔耳，右手持注射器，中央动脉末端进针，与动脉平行，向心方向刺入动脉。一次取血量为15 ml，取血后棉球压迫止血。注意兔中央动脉易发生痉挛性收缩。抽血前要充分使血管扩张，在痉挛前尽快抽血，抽血时间不宜过长。中央动脉末端抽血比较容易，耳根部组织较厚，抽血难以成功。
4、股静脉取血：
行股静脉分离手术，注射器平行于血管，从股静脉下端向向心端方向刺入，徐徐抽动针栓即可取血。抽血完毕后，要注意止血。股静脉易止血，用干纱布轻压取血部位即可。若连续多次取血，取血部位应尽量选择离心端。
5、颈静脉取血：
将兔固定于兔箱中，倒置使兔头朝下，在颈部上l/3的静脉部位剪去被毛，用碘酒、酒精消毒，剪开一个小口，暴露颈静脉，注射器向向心端刺入血管，即可取血。此处血管较粗，很容易取血，取血量也较多，一次可取10 ml 以上，用干纱布或棉球压迫取血部位止血。
四、猫
从前肢皮下头静脉、后肢股静脉、耳缘静脉取血，需大量血液时可从颈静脉取血。
五、犬
1、心脏取血：
犬心脏取血方法与兔相似。将犬麻醉固定于手术台上，暴露胸部，剪去左侧3～5肋间被毛，碘酒、酒精消毒局部，术者触摸心搏最明显处，避开肋骨进针，一般在胸骨左缘外1 cm第4肋间处可触到，用6～7号针头注射器取血，要垂直向背部方向进针。当针头接触到心脏时，即有搏动感觉。针头进入心腔即有血液进入注射器。一次可采血20 ml左右。
2、小隐静脉和头静脉取血：
（1）小隐静脉：从后肢外踝后方走向外上侧，头静脉位于前肢脚爪上方背侧正前位。剪去局部被毛，助手握紧腿，使皮下静脉充盈，术者按常规穿刺即可抽出血。
（2）颈静脉取血：犬以侧卧位固定于犬台上，剪去颈部被毛，常规消毒。助手拉直颈部，头尽量仰。术者左手拇指压住颈静脉入胸腔处，使颈静脉曲张。右手持注射器，针头与血管平行，从远心端向向心端刺入血管，颈静脉在皮下易滑动，穿刺时要拉紧皮肤，固定好血管，取血后棉球压迫止血。
3、股动脉取血：
麻醉犬或清醒犬背位固定于犬台上，助手将犬后肢向外拉直，暴露腹股沟，剪去被毛，常规消毒，并用左手食指、中指触摸动脉搏动部位，并固定好血管，右手持注射器，针头与皮肤呈45°角，由动脉搏动最明显处直接刺入血管，抽取所需血液量，取血后，需较长时间压迫止血。
第三节实验动物麻醉
一、麻醉药的选择
（一）、理想的麻醉药应具备下列三个条件：
1、麻醉完善，实验过程中动物无挣扎或呜叫现象，麻醉时间大致满足实
验要求。
2、对动物的毒性及所观察的指标影响最小。
3、使用方便。麻醉药需根据动物的种类和不同实验手术的要求选择，麻
醉必须适度，过浅或过深都会影响手术或实验的进程和结果。（二）、常用麻醉有下列两种形式：
1、局部麻醉
常用5～10 g/l普鲁卡因，动物实验中多采用局部皮下浸润麻醉。剂量按所需麻醉面积的大小而定，一般不超过50 mg/kg。
2、全身麻醉
（1）吸入麻醉乙醚(ether)为吸入性麻醉药，可用于各种动物，尤其是时间短的手术或实验。将乙醚滴在棉球上放入玻璃罩内，利用其挥发的性质，经呼吸道进入肺泡，对动物进行麻醉。吸入后约15～20 min开始发挥作用。其优点：麻醉深度易于掌握，比较安全，术后动物苏醒较快。缺点：需要专人管理，在麻醉初期常出现强烈兴奋现象，对呼吸道有较强的刺激作用，使粘液分泌增加，易阻塞呼吸道而发生窒息。对于经验不足的操作者，用乙醚麻醉动物时，容易因麻醉过深而致动物死亡。另外乙醚易燃、易爆，对人亦有作用，使用时应避火、通风，并注意安全。（已少用）
（2）注射麻醉
巴比妥类各种巴比妥类药物的吸收和代谢速度不同，其作用时间亦长短不一。戊巴比妥钠(sodium pentobarbital)在实验中最为常用。该品为白色粉末，常配成1％～3％水溶液由静脉或腹腔给药。一次给药麻醉的有效作用时间持续为3～5 h，属中效巴比妥类。静脉注射时，前1/3剂量可快速注射，以快速度过兴奋期；后2/3剂量则应缓慢注射，并密切观察动物的肌肉紧张状态、呼吸频率和深度及角膜反射。动物麻醉后，常因麻醉药作用、肌肉松弛和皮肤血管扩张，致使体温缓慢下降，所以应设法保温。硫喷妥钠(sodillm thiopental)为浅黄色粉末，其水溶液不稳定，故需在使用之前临时配制成2.5％～5％溶液经静脉注射。—次给药可维持0.5～1 h。实验时间较长时可重复给药，维持量为原剂量的1/l0～1/5。适用于较短时程的实验，属短效或超短效类。巴比妥类对呼吸中枢有较强的抑制作用，麻醉过深时，呼吸活动可完全停止。故应注意防止给药过多、过快。对心血管系统也有复杂的影响，故这类药物不用于研究心血管功能的实验动物麻醉。
乌拉坦(urethane) 又名氨基甲酸乙酯，作用性质温和，易溶于水，对动物麻醉作用强大而迅速，安全范围大，多数动物实验都可使用，更适用于小动物麻醉。可导致较持久的浅麻醉，对呼吸无明显影响。优点是价廉，使用简便，—次给药可维持4～5 h，且麻醉过程较平稳，动物无明显挣扎现象；缺点是苏醒慢，麻醉深度和使用剂量较难掌握。乌拉坦对兔的麻醉作用较强，是家兔急性实验常用的麻醉药，对猫和犬则奏效较慢，在大鼠和兔能诱发肿瘤，不宜用于长期存活的慢性实验动的麻醉，本药易溶于水，使用时
第二章动物实验的基本知识和操作技术 第一节实验动物 药理学实验常用的动物有蛙、蟾蜍、小白鼠、大白鼠、豚鼠、家兔、猫和犬等。常根据实验目的和要求选用不同的实验动物。由于不同的动物具有不同的特点，故所选用的动物应能较好地反映试验药物的选择性作用，并符合节约的原则。 （一）、实验动物的选择原则 1、尽量选择与人体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物； 2、选用的实验动物的解剖、生理特点应符合实验目的； 3、根据人与实验动物对同一刺激的反应差异，选用具有明显反应的动物； 4、根据生物医学研究必须达到的精确度，选用结构功能简单又能反映研究指标的动物； 5、选用患有人类类似疾病的近交系或突变系动物； 6、选用与实验设计、技术条件、实验方法等相适应的标准化动物； 7、在不影响实验目的与结果的前提下，选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物； 8、供实验用的动物应具备质量合格证。 （二）、常用实验动物的特点 1、蛙和蟾蜍 离体心脏能较持久地有节律地搏动，常用于观察药物对心脏的作用；坐骨神经和腓肠肌标本可用来观察药物对周围神经、神经肌肉或横纹肌的作用；蛙的腹直肌还可以用于鉴定胆碱能药物的作用。 2、小白鼠 是实验室最常用的一种动物。易于大量繁殖，且价廉，适用需要大量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价比较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。 3、大白鼠 与小白鼠相似。一些在小白鼠身上不便进行的实验可选用大白鼠，如药物抗炎作用的实验常选用大白鼠踝关节制备关节炎的模型。此外，也可用大白鼠直接记录血压、作胆管插管，或用大白鼠观察药物的亚急性或慢性毒性。大白鼠的血压和人相近，且稳定，现常用于抗高血压药物实验。
第一节实验动物的捉拿、固定和编号方法 在基础医学实验中，正确捉拿与固定动物，是实验工作的基础，也是实验顺利进行的保证。掌握正确捉拿、固定动物的目的就是防止实验者被动物咬伤抓伤，同时也是为了维持动物的正常生理活动，从而不影响实验观察结果。 一、实验动物的捉拿与固定方法 在基础医学实验中，最常用的动物有小鼠、大鼠、豚鼠、蟾蜍、蛙、家兔和犬，现分别就其捉拿与固定方法依次予以介绍。 1. 小鼠 捉拿时先用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，在其向前爬行时，右手向后拉尾(图5-1)，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和头颈部皮肤，将其置于左手心中，拉直四肢并用左手无名指压紧尾和后肢(图5-2)，右手即可作注射或其他实验操作。取尾血及尾静脉注射时，可将小鼠固定在金属或木制的固定器上(图5-11)。 图5-1 图5-2 2. 大鼠 方法基本与捉拿小鼠相同，但实验者事先应戴帆布防护手套。用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手拇指和食指抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果大鼠后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作。若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。 3. 豚鼠 豚鼠具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。一般方法是：先用右手掌迅速、轻轻地扣住豚鼠背部，抓住其肩中上方，以拇指和食指环握颈部，对于体型较大或怀孕的豚鼠，可用另一只手托住其臀部(图5-3、图5-4)。
动物实验操作的基本知识 一、实验动物抓拿固定 （一）小白鼠(mouse) 右手抓住其尾，放在鼠笼铁纱网上，然后用左手拇指及食指沿其背向前抓住其颈部，并以左手的小拇指和掌部夹住其尾固定在手上(图3-1)。取尾血及尾静脉注射时，可将mouse固定在金属或木制的固定器上。 （二）大白鼠(rat) 实验者应戴帆布手套，用右手将鼠尾抓住提起，放在粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果rat后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作（图3-2）。若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。 （三）豚鼠(cavy) Cavy具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。一般方法是：以右手拇指和食指夹住两前肢及头部，使整个颈胸部皆在手掌中（不要抓得太紧以免窒息），左手抓住两后肢，使腹部向上，而后进行操作（图3-3）。 （四）蛙或蟾蜍(frog or toad) 捉拿方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小拇指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左，右前肢，右手进行操作（图3-4）。 在捉拿toad时，注意勿挤压其两侧耳部突起之毒腺，以免毒液射到眼中。 实验如需长时间观察，可破坏其脑和脊髓以后放在蛙板上固定进行操作。 （五）家兔(rabbit) 用右手抓住其颈背部皮毛，轻提动物，再以左手托住其臀部，使家兔的体重主要落在左手掌心，然后按实验要求固定（图3-5）。作兔耳血管注射或取血时，可用兔盒固定。作各种手术时，可将家兔麻醉后固定在手术台上。固定方法常采用仰卧位固定，四肢用粗棉线固定，头用兔头固定夹固定或用棉线钩住家兔门齿再固定在兔台头端铁柱上。 （六）狗(dog)
动物实验的基本操作技术 实验动物 实验动物(experimental animals)是指经过人工饲养、繁育，对其携带的微生物及寄生虫实行控制，遗传背景明确或者来源清楚，应用于科研、教学、生产和检定以及其他科学实验的动物。这些个体具有较好的遗传均一性、对外来刺激的敏感性和实验再现性。 一、常用实验动物的种类和特点 （一）狗(dog)属于哺乳纲、食肉目、犬科动物。其嗅觉、视和听觉均很灵敏，对外界环境的适应能力强。消化、循环和神经系统均发达，且与人类很相似。适用于各类实验外科手术学的教学和临床科研工作，是复制休克、DIC、动脉粥样硬化等动物模型首选的动物之一，由于其价格较昂贵，教学实验中不如某些中小动物常用。 （二）家兔(rabbit) 属于哺乳纲、啮齿目、兔科、草食类动物。品种有：青紫蓝兔（livor blue rabbit）、中国白兔（china white rabbit）、新西兰白兔和大耳白兔（maximus ear white rabbit）等。具有性情温顺，对温度适应敏锐和便于静脉注射等特点，是教学实验中最常用的动物之一。可用于血压、呼吸、泌尿等多种实验，还可用于体温实验和热原的研究与鉴定。 （三）大白鼠(rat) 属哺乳纲、啮齿目、鼠科类动物。其性情凶猛、喜欢啃咬、繁殖周期短、抗病能力较强、心血管反应敏锐。用于水肿、休克、炎症、心功能不全、肾功能不全和应激反应等实验。大鼠不能呕吐，故不能做催吐实验。 （四）小白鼠(mouse) 属哺乳纲、啮齿目、鼠科类动物。具有繁殖周期短、产仔多、生长快、体型小、温顺易捉、易于饲养等特点。广泛应用于各种药物的毒理实验、药物筛选实验、生物药效学实验，以及癌症研究、营养学、遗传学、免疫性疾病研究等项实验。 （五）豚鼠(cavy) 属哺乳纲、啮齿目、豚鼠科类动物。又名天丝鼠、荷兰猪。其性情温顺，嗅觉和听觉较发达。对某些病毒反应敏锐，易引起变态反应。适用于药理学、营养学、各种传染病的实验研究。细菌、病毒诊断学研究、过敏、变态反应性实验研究和内耳及听神经疾病研究。也常用于离体心脏实验研究。 （六）蛙和蟾蜍(frog and toad ) 均属两栖纲、无尾目类动物。常用于教学实验。其心脏在离体后仍可有节律地跳动。常用于心脏生理、药理和病生实验。蛙舌与肠系膜是观察炎症和微循环变化的良好标本。此外，蛙类还可用于水肿和肾功能不全的实验研究。 二、常用实验动物的品系
动物实验基本操作一（固定、性别判定、标识） 【实验目的】在做动物试验时，为确保给药、实验顺利进行，防止被动物咬伤、准确辨别动物性别、准确标识动物，要学会用正确方法捉拿实验动物、掌握辨别动物性别的方法以及掌握标识动物的方法。 【实验对象】SD大鼠，KM小鼠，雌雄各半，体重180-250g。 【实验器材和药品】 器材：鼠笼、大小鼠固定器、方木板、美式图钉、细绳、防护手套 药品：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液、20%乌拉坦 【实验步骤】 一、小鼠的捉拿 1、徒手固定：用右手提起尾巴中部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。向后上方轻拉，此时，小鼠前肢紧紧抓住粗糙表面。左手拇指和食指迅速捏住小鼠颈背部皮肤，再置小鼠于左手心，并以左手掌心和中指夹住小鼠背部皮肤，无名指压住小鼠尾根部，将其固定于手中。右手可行注射或其它操作。 2、固定器固定：尾静脉注射或给药时，将小鼠放进固定器中或者大小和重量适当的容器（如烧杯），只露出尾巴，该类容器能够压住尾部，避免其活动。勿固定过紧造成窒息死亡。进行腹腔手术或心脏采血时，先准备一个15-20cm的方木板，边缘钉入五颗钉子。将小鼠四肢分别用20-30cm的线绳捆绑，线的另一头分别绑在方木板的钉子上，并且在头部上颚切齿牵引一根线绳，也固定在钉子上，达到完全固定。 二、大鼠的捉拿
4-5周内的大鼠，方法同小鼠。周龄较大的，则：1、首先戴好防护手套。2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。3、左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。三、性别判定 小鼠、大鼠性别判定 （1）幼鼠外生殖器与肛门间隔短的是♀，外生殖器与肛门间隔长的是♂。 （2）成年动物可直接肉眼辨认，雄性有膨起的阴囊和阴茎，雌性动物有阴道口。四、动物的标记 小鼠的短期标记法：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液（黄色），标出属于自己的编号【注意事项】 1、实验人员要有精神准备：掌握方法，胆大心细，做好防护。 2、动物兴奋的时候不要抓取，待其安静下来。 3、根据受试动物的给药部位或采血方法的不同，事先选择徒手固定还是固定器固定。 4、固定时把握好力度，过分用力会使小鼠颈椎脱臼或窒息死亡，若用力过轻头部能反转过来咬伤实验者的手。 【思考题】 1.在固定实验动物时如何才能快、准、稳？
实验动物手术基本操作技术 1. 动物实验手术常用的器械或设备 手术刀:准备不同型号的手术刀和手术刀柄。用于切开皮肤和脏器。 外科剪:准备直剪和弯剪。用于软组织剪断和组织分离。 手术镊:准备有齿镊和无齿镊。用于挟持皮肤、筋膜、肌腱等较坚硬组织或血管、神经、黏膜等脆弱组织。 止血钳:准备直、弯、蚊三种。用于夹住浅层血管止血或分离组织、牵引缝线等,或者夹住深部组织或内脏的血管出血点或者用于精细的止血和组织分离。 注射器:准备不同容量的注射器。用于补充麻醉或药物注射。 持针钳:用于缝合致密组织或深部组织。 缝合针:准备不同长短、粗细、弯度、针尖圆形或菱形的缝合针。 用于缝合不同的组织。 缝合线:准备丝线、肠线、金属线等不同种类缝合线。用于不同组织的缝合。 医用监护仪:准备呼吸、心跳、脉搏、血压及温度等医用监护仪。用于手术的操作监护。 医用气体:准备氧气、压缩空气、二氧化碳等医用气体。用于动物实验手术的应急需要。 2.动物实验手术器械的消毒方法 消毒对于防止手术伤口感染和保证伤口愈合极为重要,可以减少手术并发症和提高手术愈合效果,主要包括手术环境和手术器械的消毒。其中手术器械的消毒方法如下。 煮沸法:该法适合于金属、玻璃器械、缝合材料或橡皮手套等的灭菌,一般煮沸时间为20～30min。注意金属器械应在沸水时放入以防生锈,玻璃器械应在冷水时放入以防爆炸。 高压蒸汽灭菌法:该法适合于布类、敷料、手术衣帽及器械的灭菌, 灭菌条件为121OC、15min 。注意敷料包装应松紧适宜,待冷却后取出。 化学药品消毒法:主要的化学消毒液灭菌流程有三合液(甲醛2Oml+碳酸钠15g+石碳酸3g+蒸馏水100Oml)浸泡30min;新洁尔灭溶液(0.1%新洁尔灭100Oml+亚硝酸钠5g)浸泡1h;酒精溶液(70%酒精)浸泡1h;来苏水溶液(3～5%)浸泡1h；石炭酸(3%)浸泡1h;福尔马林(2%主要用于缝合线的消毒)浸泡30min;酒精溶液(75%主要用于缝合线的消毒)浸泡30min。 3.动物手术部位的消毒 实验动物手术部位处理一般包括除毛、皮肤消毒、手术部位隔离三个步骤。消毒顺序为:除毛→2%来苏水洗刷手术部位皮肤及周围皮肤→灭菌纱布擦干→70%酒精脱脂→5%碘酊擦抹→75%酒精脱碘→手术部位隔离→手术。 4. 手术人员手臂的消毒
常用实验动物的实验基本操作技术 第一节常用实验动物的生物学特征 1．蛙（或蟾蜍）的生物学特点是什么？主要用于哪些实验？ 属于两栖变温动物，皮肤光滑湿润，有腺体无外鳞。蛙的心脏有两个心房，一个心室，心房与心室区分不明显，动静脉血液混合，有冬眠习性。生存环境比哺乳动物简单，在机能学实验中有多种实验选择该动物。如：①离体蛙心实验，常用来研究心脏的生理功能及药物对心脏活动的影响。②蛙的腓肠肌和坐骨神经可用于观察外周神经及其肌肉的功能，以及药物对周围神经、骨骼肌或神经肌肉接头的影响。③缝匠肌可用于记录终板电位。脊休克、脊髓反射、反射弧分析、肠系膜微循环等。在临床检验中，可用雄蛙作妊娠反应实验。 2．小白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？ 小白鼠性情温顺，易于捕捉，胆小怕惊，对外来刺激敏感。它胃容量小，不耐饥渴，随时采食。在机能学实验中常选用该动物。故适用于大量的实验动物，如：某些药物的筛选实验、半数致死量（LD50）测定、药效比较、毒性实验、妊娠期20天左右，常用于避孕药实验及抗癌药实验。 3．大白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？ 大白鼠性情温顺，行动迟缓，易于捕捉，但受惊吓或粗暴操作时，会紧张不安甚至攻击人。大鼠嗅觉发达，对外界刺激敏感，抵抗力较强。大鼠无胆囊，肾单位表浅，肝再生能力强。大鼠的血压反应比兔稳定，可用它作血压实验，也可用于慢性实验、抗炎、降脂、利胆、子宫实验及心血管系统的实验。药典规定该动物为催产素效价测定及药品指控中升压物质检查指定动物。 4．豚鼠生物学特征是什么？主要用于哪些实验？ 豚鼠性情温和，胆小，饲养管理方便，可群养。豚鼠耳蜗管发达，听觉灵敏，存在可见的普赖厄反射（听觉耳动反射），乳突部骨质薄弱。豚鼠对组织胺、人型结核杆菌很敏感。能耐受腹腔手术，使用于肾上腺机能的研究。其自身不能制造维生素C，是研究实验性坏血症的唯一动物。 5．家兔生物学特征是什么？主要用于哪些实验？ 家兔属于草食性动物，性情温顺但群居性差，听觉、嗅觉十分灵敏，胆小易惊，具夜行
药理学实验动物的基本操 作实验心得 Revised by Jack on December 14,2020
这次是第一次药理学实验，我们学习了很多实验动物的基本操作方法。在做药理学实验之前我们就有做过人体解剖生理学实验，解剖过蟾蜍，小白鼠和家兔，这次的药理学实验更是一次对所学知识的巩固和深化，教给了我们很多在生理学实验中并没有学过的知识点。在刚做实验时，黄老师就向我们介绍了3R原则，即减少，优化，替代。动物是我们人类的朋友，首先我们应该尊重动物。它们用生命来换取人类的健康，推动着医学的进步，人类医学的发展离不开动物实验，动物为我们人类的健康做出了牺牲，我们应遵循“3R”原则。黄老师还通过视频给我们重点介绍了常用麻醉药及用法，实验动物的捉拿、麻醉、固定、给药、取血和处死方法。让我学到了很多实用性很强的东西。 之后便是分组自己做实验了，首先陈老师向我们讲解了小白鼠的标记方法，用中性品红表示十位数，苦味酸表示个位数，加上空白对照，一共可以标记一百支小白鼠。标记顺序为先左后右，从上至下。用苦味酸作为标记物的一个原因是它不容易被分解和弄掉，不会因为小鼠的活动而消失。其次是因为其有苦味，避免了被其他老鼠舔掉。之后讲解了小鼠的性别鉴定方法，除了书上说的方法外还可通过观察小鼠的乳房辨别。关于大鼠和家兔的捉持方法，大鼠在捉持前最好对其进行安抚，避免其急躁而咬人，而家兔则不可用手扯其双耳将其拉起。在给药方法方面，灌胃法要注意从口角插入口腔，用灌胃针抵住舌头，插入不可过深，一般入喉即可。腹腔注射时最好将其倒转，头部朝下，这样不容易刺入内脏。是否插入腹腔的判断方法：推注完后，轻微回抽，若有负压将注射器的推杆拉回，则已入腹腔。皮下注射时是否的入皮下的判断方法上同，皮下无负压，回抽不拉回。尾静脉注射时注意静脉在尾的两侧，不在上下，注射时用手捏住尾巴前段有利于暴露血管。 家兔的灌胃用木质开口器，使用时要想办法将其舌头压在开口器下，因为舌头会阻碍导尿管插入口腔，可以另外使用棉签配合，一边用棉签压住舌头，一边将开口器插入口腔。耳缘静脉注射时要注意选择小号针头，因家兔耳静脉较小，插入时应仔细谨慎。
实验三实验动物基本操作技术 学习目标 ●熟悉大鼠、小鼠及家兔的捉拿与固定；熟悉小鼠腹腔注射、家兔耳 缘静脉注射的方法与技术；熟悉动物的编号方法。 ●了解其他动物实验技术。 大多数药理实验是以动物为实验对象的，常用实验动物有青蛙与蟾蜍，小白鼠，大白鼠，豚鼠，家兔，猫，狗等，实验前了解其特点，掌握常用的动物实验基本操作技术，有利于学生动手能力的培养。本节重点介绍青蛙与蟾蜍，小白鼠，大白鼠，豚鼠，家兔的实验基本操作技术。 一、实验动物的编号 为了分组和辨别的方便，实验时常需对实验动物进行编号。常用的编号方法如下： 1．染料标记法 （1）常用染料：红色染料：5％中性红或品红液；黄色染料：3％～5％苦味酸溶液；咖啡色染料：2％硝酸银溶液；黑色染料：煤焦油的酒精溶液。 （2）标记规则：根据实验动物被毛颜色的不同选择不同化学药品涂染动物。 A.家兔等动物的标记方法：一般用毛笔蘸取不同颜色的染料溶液直接在动物背部涂写。若用硝酸银溶液涂写，则需在日光下暴露1min。 B.大鼠、小鼠的标记方法：通常在动物不同部位涂上有色斑点来表示不同的。如需要对数只实验动物编号，将小白鼠背部划分为前肢、腰部、后肢的左、中、
右部九个区域，从右到左标记。 2．穿耳打孔法用专门的打孔器在动物耳朵的不同部位打孔表示。 3．挂牌编号法此法常用于狗、猴、猫等大动物的编号。将牌固定于动物的颈圈或耳上。 4．人工针刺法先将动物被毛去除，用针在动物皮肤上刺出，再用酒精墨汁涂染即可。 二、实验动物的捉拿与固定方法 1．蛙和蟾蜍用左手握住动物，以食指按压其头部前端，拇指按压背部。 2．小白鼠捉拿法有二种，一种是用右手提起尾部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后上方轻拉，此时小鼠前肢紧紧抓住粗糙面，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤并用小指和手掌尺侧夹持其尾根部固定手中；另一种抓法是只用左手，先用拇指和食指抓住小鼠尾部，再用手掌尺侧及小指夹住尾根，然后用拇指及食指捏住其颈部皮肤。 3．大白鼠捉拿时，右手抓住鼠尾基部（因抓尾尖动物会扭动易使其尾部的皮肤脱落，影响实验的进行）将大鼠放在粗糙面上，左手戴上防护手套或用厚布盖住大鼠，抓住其整个身体并固定其头部以防咬伤。捉拿时勿用力过猛，勿捏其颈部，以免引起窒息。 4．豚鼠捉拿时以拇指和中指从豚鼠背部绕到腋下抓住豚鼠，另一只手托住其臀部。体重小者可用一只手捉拿，体重大者捉拿时宜用双手。
当动物有病时，常表现为精神不振、行动迟缓、毛发蓬乱无光泽、鼻部皮肤干燥并流鼻水、眼有分泌物等。 1.大白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？ 大白鼠性情温顺，行动迟缓，易于捕捉，但受惊吓或粗暴操作时，会紧张不安甚至攻击人。 大鼠嗅觉发达，对外界刺激敏感，抵抗力较强。大鼠无胆囊，肾单位表浅，肝再生能力强。大鼠的血压反应比兔稳定，可用它作血压实验，也可用于慢性实验、抗炎、降脂、利胆、子宫实验及心血管系统的实验。药典规定该动物为催产素效价测定及药品指控中升压物质检查指定动物。 2.动物实验的常用方法有哪些？ 动物实验方法已成为医学科学研究和实验教学及相关学科研究中不可缺少的重要手段。 动物的实验方法是多种多样的，在医学的各个学科领域内都有其不同的应用，但基本的实验方法则是共同的， ⑴如健康动物的识别、选择、抓取、固定、麻醉、动物分组、编号、脱毛、给药、采血、取尿、急救、处死、尸检等，不论从事何种课题的医学研究都涉及到这套实验动物基本操作方法。
⑵动物实验按机体水平不同可分为整体实验和离体实验。还可进一步具体分为分子、亚细胞、细胞、组织、器官、整体动物和无损伤动物等水平的实验。按动物时间的长短则可分为急性实验和慢性实验。 ⑶按学科的实验方法可分为生理学的动物实验方法，病理生理学的动物实验方法，药理学的动物实验方法，病理解剖学、组织学的动实验方法等。 3.实验动物的捉持与固定 如何正确捉拿及固定大白鼠？ 以防大鼠在惊恐或激怒时咬伤手指，捉拿时最好带上防护手套， 右手抓住鼠尾立即提起，放在易攀抓的粗糟面上， 用左手拇指和食指抓住其两颊及后枕部皮肤，充分固定慎防咬伤， 其余手指握住整个鼠体，注意握力不要太大，以免大鼠窒息死亡。 然后将其腹部向上，作腹腔麻醉，最后固定。 4．实验动物性别的鉴别？ （1）如何鉴别小、大鼠的性别？ 根据外生殖器（阴蒂或阴茎）与肛门之间的距离来判断这些动物新生仔的性别， 一般间隔短的是雄性，外生殖器阴茎与阴蒂大，但是对此判别要有一定经验，成熟期雌性有阴道口，有膨起的阴囊和阴茎。 5．实验动物编号标记的方法 （1）为什么要对实验动物进行编号标记？标记的方法有几种？ 动物在实验前常常需要作适当的分组，不同的体重或相同的体重放在同一个笼时，这就 需要编号标记。标记的方法很多，良好的标记方法应满足标号清晰、耐久、简便、适用、无 明显损伤、无毒和易辨认等要求。标记的方法有染色标记法、号牌法、打孔剪口法和剃毛、 剪毛法。
动物实验的基本知识和操作技术
第二章动物实验的基本知识和操作技术 第一节实验动物 药理学实验常用的动物有蛙、蟾蜍、小白鼠、大白鼠、豚鼠、家兔、猫和犬等。常根据实验目的和要求选用不同的实验动物。由于不同的动物具有不同的特点，故所选用的动物应能较好地反映试验药物的选择性作用，并符合节约的原则。 （一）、实验动物的选择原则 1、尽量选择与人体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物； 2、选用的实验动物的解剖、生理特点应符合实验目的； 3、根据人与实验动物对同一刺激的反应差异，选用具有明显反应的动物； 4、根据生物医学研究必须达到的精确度，选用结构功能简单又能反映研究指标的动物； 5、选用患有人类类似疾病的近交系或突变系动物； 6、选用与实验设计、技术条件、实验方法等相适应的标准化动物； 7、在不影响实验目的与结果的前提下，选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物； 8、供实验用的动物应具备质量合格证。 （二）、常用实验动物的特点 1、蛙和蟾蜍
离体心脏能较持久地有节律地搏动，常用于观察药物对心脏的作用；坐骨神经和腓肠肌标本可用来观察药物对周围神经、神经肌肉或横纹肌的作用；蛙的腹直肌还可以用于鉴定胆碱能药物的作用。 2、小白鼠 是实验室最常用的一种动物。易于大量繁殖，且价廉，适用需要大量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价比较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。 3、大白鼠 与小白鼠相似。一些在小白鼠身上不便进行的实验可选用大白鼠，如药物抗炎作用的实验常选用大白鼠踝关节制备关节炎的模型。此外，也可用大白鼠直接记录血压、作胆管插管，或用大白鼠观察药物的亚急性或慢性毒性。大白鼠的血压和人相近，且稳定，现常用于抗高血压药物实验。 4、豚鼠 是实验室常用动物之一。对组织胺很敏感，容易致敏，常用于平喘药和抗组胺药的实验。对结核菌亦敏感，故也用于抗结核药的研究。此外还用于离体心脏及平滑肌实验，其乳头肌和心房常用于电生理特性及心肌细胞动作电位实验，研究抗心律失常药物的机理。 5、家兔 温顺、易饲养，常用于观察药物对心脏、呼吸的影响及农药中毒和解救的实验。亦用于研究药物对中枢神经系统的作用、体温实验、热原检查及避孕药实验。 6、猫
动物实验基础知识系列之一：剂量换算 关于剂量换算的问题 最近不少战友询问关于不同实验动物之间或者实验动物与人之间的剂量如何作“等效”换算的问题。 这个问题对学习药理的战友来讲，可能是非常熟悉了。但对于非药理专业但又需做药理实验的战友来说，仍然是令人困扰的问题。 下面我们分以下几点来探讨这个问题。 第一、等效剂量系数折算法换算 第二、体表面积法换算 第三、系数折算法与体表面积法的比较 第四、系数折算法的相对误差 第五、小孩与成人的剂量换算 第六、少常用实验动物剂量间的换算 第七、不同给药途径间的剂量换算 第八、LD50与药效学剂量间的换算 下面我来简单说一下这个问题。 我们在实验中估算一种药物或化合物的使用剂量的时候，差不多是来源于两条途径： 一是查文献，参考别人使用的剂量。有时有现成的，可直接用。有
时没有我们所用动物的剂量，但有其它实验动物的。也有的是有临床用量的，但没有实验动物的。这样，我们就得进行换算。这是我们今天要谈的这种方法。 另一种方法就是根据自己或文献上有关急性毒性的数据来进行估算，以期采用合适的剂量。一般参考数据是LD50。至于该选择LD50的多少分之一来作为参考剂量，众说纷纭。这个我们再另题讨论。 下面我来说一说用第一种方法进行如何换算。 目前我们大多数人用的方法，是参考徐叔云教授主编的《药理实验方法学》。在其附录中有一个表，列出了人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值。这个表，几乎被药理专业的人们奉为经典，一直在科研中沿用。 表如下所示： 请注意最后一行，这个就是我们通常用到的。把人的临床剂量转换为实验动物的剂量。
试着换算一个。 如：人的临床剂量为X mg/kg , 换算成大鼠的剂量： 大鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.018/200g＝X mg/kg×70kg×0.018/0.2kg＝6.3 X mg/kg. 这也就是说，按单位体重的剂量来算，大鼠的等效剂量相当于人的6.3倍。 在这里，我们要看到每种动物的体重（包括人），在上表中以蓝色显示的。还要注意到折算系数，也就是表中以红色所示的。将人的剂量转换成哪种动物的，就在相应的动物那一列下找到与人的相交的地方的折算系数，将剂量乘以折算系数，再乘上人的体重与那种动物体重的比值。注意体重的单位要化成一致。这个折算系数是以上表中蓝色所示的标准体重计算得来的。 依此类推，我们可以算出小鼠、豚鼠等其它动物剂量与人的比值。小鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.0026/20g＝X mg/kg×70kg×0.0026/0.02kg＝9.1X mg/kg. 豚鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.031/400g＝X mg/kg×70kg×0.031/0.4kg＝5.42 X mg/kg. 兔的剂量＝X mg/kg×70kg×0.07/1.5kg ＝3.27 X mg/kg. 猫的剂量＝X mg/kg×70kg×0.078/2.0kg＝2.73 X mg/kg. 猴的剂量＝X mg/kg×70kg×0.06/4.0kg＝1.05 X mg/kg. 狗的剂量＝X mg/kg×70kg×0.32/12kg ＝1.87 X mg/kg.