实验一实验动物的捉拿和给药方法
【目的】结合实验内容逐步学会实验常用动物的捉拿和给药方法。
【内容】
(一)小自鼠的捉拿和给药方法
1．捉拿法用右手捉住小白鼠的尾巴将鼠提起．置于鼠笼上面或其他粗糙面上，向后拉轻鼠尾，迅速用左手拇指和示指挥住其两耳及头部皮肤，翻转鼠体，使腹部朝上，然后以无名指及小指压往鼠尾，使小鼠完全固定(实验图1)．
实验图1 小白鼠的捉拿法
2．给药方法
(1)灌胃将小白鼠固定后，使口部向上，将颈部拉直，右手持灌胃器自口角插入口腔，沿上颚轻轻进入食管，如动物安静，呼吸元异常、口唇无紫绀现象，即可注入药液(实验图2)．灌胃器0．1一O.25ml/10g。
实验图2 小白鼠灌胃器(左)和灌胃法(布)
(2)腹腔注射将小白鼠固定后，右手持注射器自下膜一侧向头部方向以30~45度刺入腹腔(角度太小易刺入皮下)。针头刺入不宜太深或太近上腹部，以免刺伤内脏，注射量一般为0．1~O．2 ml/10g 。
(3)皮下注射捉鼠方法同前，右手持注射器，将计头刺人背部皮下注人药液。注射量一般不超过0.25 ml/10g。
(4)肌内注射由两人合作，一人固定小白鼠后，另一入持注射器，将针头刺入后肢外侧肌肉内注入药液，注射量为每腿不超过0.lml。
(二)螗蜍或蛙的捉拿和给药方法
1．捉拿法通常用左手握蛙,食指和中指夹住蛙的两上肢，无名指和小指夹住蛙的两下肢，将蛙固定于手中。
2．给药方法(淋巴囊注射) 蛙皮下淋巴囊分布见实验图3。多采用腹囊给药。由于蛙的皮肤弹性差，被针头刺破后，针眼不易闭合会便药波外溢，故注射针头必须通过一层隔膜，再进人皮下淋巴囊。如腹囊绐药时，针头应自大腿上端刺人，经过大腿肌层入腹壁肌层．再浅出进人腹壁皮下入腹囊。注射量每只可达0.25—1．Oml.
(三)家免的捉拿和给药方法
1．捉拿祛用左手抓住颈背部皮肤将兔提起，以右手托住其臀部，使兔呈坐位姿势。
2.给药方法
(1)灌胃两人合作，由一人固定兔身，另一人用兔开口器(实验图4)将兔口张开，并将兔舌压在开曰器下边横放于兔口中。取涂以液状石蜡的导尿管，从开口器中央孔插入，沿上颚后璧缓缓送人食管，约15cm左右即可进人胃内，注意勿插入气管，可将导尿管的外端放人水中，如未见气泡，兔未挣扎，无呼吸圆难，证明导尿管在胃中。连接已吸好药液的注射器，将药液缓缓推入，再推人少景空气，使管内药液全部进人胃中，然后将导尿管轻轻抽出，灌胃量一般不超过20ml／kg。
实验图3 蛙的皮下淋巴囊
1．颌下囊 2．胸囊 3．腹囊 4．股囊 5．胫囊 6.侧囊 7．头背囊 8．囊间隔
实验图4 兔开口器及灌胃法．
(2)耳静脉注射将兔置于固定器内或由一人将兔固定于胸臂之间,拔去兔耳外缘的毛，并用75％酒精棉球涂擦该部位皮肤，使血管扩张(兔耳外缘血管为静脉)，再以手指征住耳根部的静脉，阻止血液回流并使其充血。注射者以左手拇指和中指制定兔耳，示指放在耳缘下作垫，右手持注射器从静脉末端刺人血管，当针头进人血管约0.5cm，即以拇指和中指将针头与兔耳固定住，同时解除耳根部的压力。开始注药，如无阻力感，并见血管立即变白，表明针头在血管内；如有阻力感或见局部发白、隆起，表示针头未刺人血管内，应将针头退回重刺(实验图5)。注射完毕．压住针眼拔出针头，继续压迫片刻以免出血.注射量一般为0.2—2ml／kg。
实验图5 家兔耳静脉注射法
(3)皮下注射、肌内注射、腹腔注射其部位同小白鼠。注射量分别为：o.5ml/kg、1ml/kg、5ml/kg。
实验二药物剂量对药物作用的影响
【目的】
1．观察不同剂最量对药物作用的影响。
2．练习小白鼠的捉拿和腹腔注射法。
【材料】0.2％苯甲酸钠咖啡因(简称安钠咖)溶液、2％苯甲酸钠咖啡因济液、大烧杯、托盘天平、lml注射器、小白鼠。
【操作】取小白鼠2只，称重编号后分别放人大烧杯中，观察两鼠的正常活动，甲鼠腹腔注射0．2％安钠咖溶液0．2ml/10g;乙鼠腹腔注射2％安钠咖溶液0．2mL/10g，观察有无兴奋、紧尾、惊厥、甚至死亡等现象，记录发生的时问，并比较两鼠有何不同。
【结果】
鼠号体重药物和剂量用药后反应及发生时间甲 0．2％安钠咖溶液
乙 2％安钠咖溶液
实验三不同给药途径对药物作用的影响
(一)家兔静脉注射法和肌内注射法
【目的】
1．观察给药途径不同对药物作用的影响．
2．练习家兔的捉拿法及耳静脉注射法、肌内注射法。
【材料】5％异戊巴比妥钠溶液、磅秤、5ml注射器、兔固定器、酒精棉球、家兔。
【操作】取家兔2只，称重编号，观察两兔正常活动、翻正反射及呼吸情况。以5％异戊巴比妥钠溶液1ml／kg分别给甲兔耳静脉注射；乙兔肌内注射。记录给药时问，观察两兔翻正反射消失的时间和对呼吸抑制程度有何不同。
【结果】
兔号体重给药前情况药物和剂量给药途径用药后反应甲
乙
(二)白鼠灌胃法和肌内注射法
【目的】
1．观察给药途径不同对药物作用的影响。
2，练习小白鼠的捉拿法和灌胃法、肌注法。
【材料】 10％硫酸镁溶液、大烧杯、托盘天乎、lml注射器、小白鼠灌胃器、小自鼠。
【操作】取小白鼠2只，称重编号，分别置于大烧杯内，观察正常活动后，用10％硫酸镁溶波0．2ml/10g给甲鼠灌胃；乙鼠肌注。观察两鼠的反应有何不同。
【结果】
鼠号体重给药前情况药物和剂量给药途径用药后反应甲
乙
实验四普鲁卡因与丁卡因表面麻醉作用比较
【目的】比较普备卡因与丁卡因表面麻醉作用的差异，分析原因并联系临床应用。
【材料】 l％盐酸普鲁卡因溶液、l％盐酸丁卡因溶液、兔同定器、剪刀、家兔.
【操作】取家兔1只，置于兔固定器内或由一人固定，在每侧角膜的上、中、下、左、右各5点用兔须触及其角膜,测试其正常的眨眼反射，然后用手指将下眼睑拉成杯状并压住鼻泪管，向左右两眼分别滴入1％盐酸普鲁卡因溶液与l％盐酸丁卡因溶液各3滴，约1min．(轻轻揉动下眼睑，使药液与角膜充分接触)后将手放开，任药液自溢。滴药后每隔5min分别测试两眼角膜5点有无眨眼反射，共侧6次，记录结果。如果5点眨服反射均存在，则记5／5;5点反射均消失，则记0／5; 5点中有2点反射存在，则记2/5，依次类推，比较两眼有何差别。注意：刺激角膜用的兔须，前后及左右两眼应用同一根的同一端，刺激强度力求一致，且兔须不可触及双睑，以免影响实验结果。
【结果】
用药后眨眼反射眼用药前眨眼反射药物
5 10 15 20 25 30
左 l％盐酸普鲁卡因
右 l％盐酸丁卡因
实验五普鲁卡因与丁卡因毒性比较
【目的】
1．比较普曾卡因与丁卡因的毒性大小，并联系临床应用。
2．练习小白鼠的捉拿及腹腔注射方法。，
【材料】 l％盐酸普鲁卡因溶液、l％盐酸丁卡因溶液、托盘天平、lml注射器、大烧杯或鼠笼、小白鼠。
【操作】取大小接近的小白鼠2只，称重编号，观察正常活动后，甲鼠腹腔注射1％盐酸普鲁卡因溶液0．1ml／20g，乙鼠腹腔注射1％盐酸丁卡因溶液0．1ml／20g。观察两鼠用药后反应有何差异，记录结果并分析原因。
【结果】
鼠号体重药物和剂量用药后反应出现反应时间甲 l％盐酸普鲁卡因
乙 l％盐酸丁卡因
实验六硫喷妥钠的静脉麻醉作用
【目的】
1．观察硫喷妥钠的静脉麻醉作用，并联系其临床应用。
2．练习家兔的捉拿及静脉注射方法。
【材料】 l．5％硫喷妥钠溶液、磅秤、5ml注射器、酒精棉球、家兔。
【操作】取家兔1只，称重，观察正常状态(呼吸、翻正反射、眼睑反射、痛觉反射、四肢肌肉紧张度等)并记录，用酒精棉球涂擦耳外缘使其静脉血管充盈，从耳静脉缓慢注射1．5％硫喷妥钠溶液约lml/kg(用药量可因动物个体差异而增减)，当翻正反射及眼睑反射消失即为麻醉，记录麻醉开始时间及麻醉维持时问(从翻正反射消失至恢复的时间)。观察并记录用药后的表现，与用药前比较，联系临床用途。
【结果】
兔体重 KG ，l．5％硫喷妥钠溶液 ml,麻醉开始时间麻醉维持时间
呼吸频率翻正反射眼睑反射痛觉反射四肢肌肉紧张度用药前
用药后
实验七苯巴比妥钠的抗惊厥作用
【目的】观察惊厥的表现和苯巴比妥钠抗惊厥作用。
(一)药物致惊厥法
【材料】0．5％苯巴比妥钠溶液、2．5％尼可刹米溶彼、生理盐水、托盘天平、1ml注射器小向鼠。
【操作】取小白鼠2只，称重编号，甲鼠腹腔注射0.5％苯巴比妥钠溶液0．1ml／10g．乙鼠腹腔注射等容量生理盐水作对照。30min后，两鼠均于背部皮下注射2．5％尼可刹米溶液0.2~0.3ml／10g，观察两鼠有无惊厥发作，惊厥出现的时间、程度和结果有何不同(后肢强直为惊厥指标)。
【结果】
鼠号体重药物和剂量 2．5％尼可刹米溶液惊厥出现时间程度结果甲 0.5％苯巴比妥钠
乙生理盐水
(二)电刺激致惊厥浩
【材料】0．5％苯巴比妥钠溶液、生理盐水、荮理生理实验多用仪、lml注射器、托盘天平、小白鼠。
【操作】取小白鼠2只，称重编号。将多用仪刺激方式置于“单次”位置．频率置于4HZ，“时间”选择0．25s，后面板开关拔向“电惊厥”一边，电压调节钮置于适当位置(一般刻度拨至7～9，输出电压为l00V左右；将输出线上的两个鳄鱼夹用生理盐水浸湿，一个夹在小白鼠的两耳上(或两耳间的皮肤上)，另一个夹在小自鼠的下唇，接通多用仪电源导线，打开电源开关，按下“启动”钮，即可使小白鼠产生惊厥(小白鼠惊厥分为5个时期：潜伏期—僵直屈曲期—后肢伸直期一阵挛期一恢复朔；以后肢强直作为惊厥的指标)。如未出现惊厥，可将电压再凋高，如仍不惊厥，可将频率调至2HZ，仍不惊厥时，将该鼠弃之另换。按此法选出的2只小白鼠．记录下各鼠惊厥所需的刺激参数(电压强度和频率)。然后，甲鼠腹腔注射0．5％苯巴比妥钠溶液0．1ml/10g，乙鼠注射等容量生理盐水作对照。30min后，再用原来的刺激参数给予刺激．比较两鼠给药前后反应有何不同，记录结果。
【结果】
鼠号体重药物和剂量刺激参数用药前反应用药后反应甲 0.5％苯巴比妥钠
乙生理盐水
实验八地西泮的抗惊厥作用
【目的】观察地出泮的抗惊厥作用。
【材料】25％尼可刹米溶液、0．5％地西泮溶液、磅秤、5ml注射器、家兔。
【操作】取健康家兔2只，称重编号!然后两兔均由耳静脉注射25％尼可刹米溶液0．5ml ／kg，待家兔出玢惊厥(躁动、角弓反张等)后，甲兔立即由耳静脉注射0．5％地西泮溶液5mg／kg，乙兔耳静脉注射等容量生理盐水，观察两兔惊厥有何不同。
【结果】
兔号体重药物和剂量结果
甲 25％尼可刹米溶液+0．5％地西泮
乙 25％尼可刹米溶液+生理盐水
实验九 氯丙嗪的镇静和降温作用
【目的】观察氯丙嗪的镇静、降温作用，掌握其降温作州特点。
(一)小白鼠实验法
【材料】0．08％盐酸氯丙嗪溶液、生理盐水、液状石蜡、托盘天平、肛表、大烧杯,1ml 注射器、冰箱、小白鼠。
【操作】取小白鼠4只，称重编号，观察正常活动及精神状态。左手固定小白鼠，右手将涂有液状石蜡的肛表插入小白鼠肛门内约l.5～2cm ，3min 后取出读数，每隔2mim 测1次，连测3次，其3次的平均数为正常体温。然后甲、乙两鼠分别腹腔注射0.08％盐陵氯丙嗪溶液0.1ml ／l0g ，丙、丁两鼠分别腹腔注射生理盐水0．1 ml ／l0g 。用药后将乙、丙两鼠放人冰箱冷藏室。按表中规定时间各测l 次体温，并观察小白鼠的活动悄况。
【注意事项】
1．室温影响实验结果，必须在30℃以下进行实验。
2．无冰箱时亦可在大盆中放入冰块，造战局部环境低温进行实验
3．测体温时，将小白鼠固定好。每只小白鼠最好固定用一支体温表，且每次插人深度和时间要尽量一致。
4．实验前24h ，最好将小自鼠放在准备实验的环境中适应，并小笼喂养。
【结果】
(二)家兔实验法
【材料】2．5％氯丙嗪溶液、生理盐水、液体石蜡、磅秤、肛表、兔固定器、冰袋、5ml 注射器、家兔。
【操作】取体重近似的健康家兔4～6只，分别放入固定器内，固定其头部，暴露下肢及尾部，便于探侧体温，左手提起兔尾，右手将涂有液体石蜡的肛表插人兔肛门内保约4~5cm ，3min 后取出读数，每隔2min 测1次，连测3次，取平均数为正常体温。选取体温在38．5~39．5的家兔3只，称重编号，观察全身活动情况后，甲兔静注2.5％盐酸氯丙嗪溶液0.3ml/kg ，并在腹部放置冰袋降温；乙兔静注同量氯丙嗪，但不用冰袋降温。给药后每20min 测堵体温l 次。观察各兔体温变化及活动。情况有何不同。
【注意事项】
1．测体温时，小宜使家兔过度骚动。
2．测量时间和深度要尽最一致，每兔固定l 支肛表。
【结果】
乙 氯丙嗪 冰箱
丙 生理盐水 室温
丁 生理盐水 冰箱
兔号 体重 药物和剂量 条件
用药后体温
温差 20min 40ming 60min
甲 2．5％氯丙嗪 冰袋
乙 2．5％氯丙嗪 室温
丙 生理盐水 冰袋
实验十镇痛药的镇痛作用
【目的】观察镇痛药的镇痛作用并联系其临床应用。
小白鼠扭体法(化学刺激法)
【材料】 0．2％哌替啶溶液、0．2％罗通定济液、生理盐水、0．6％醋酸溶液、托盘天平、大烧杯、秒表、1ml注射器、小白鼠。
【操作】取健康小白鼠6只．称重厉分为甲、乙、丙三组，每组2只。甲组腹腔注射0．2％哌替啶溶液0．1ml／10g，乙组腹腔注射0．2％罗通定溶液0．1ml／l0g，丙组腹腔注射生理盐水0.1ml/10g作对照。给药30min后，各鼠腹腔注射0．6％醋酸溶波0．2ml/只，随即观察10min内出现扭体反应的动物数。扭体反应表现为腹部内凹，后腿伸张，躯体扭曲，臀部抬高。实验完毕后．将各组的实验结果写在黑板上，综合全班的突验结果，计算出药物镇痛百分率。
【结果】
组别鼠数药物和剂量扭体反应的鼠数无扭体反应的鼠数甲组
乙组
丙组
药物镇痛百分率计算方法：
药物镇痛百分率=(实验组无扭体反应的鼠数-对照组无扭体反应的鼠数)/ 对照组无扭体反应的鼠数X100％
实验十一尼可刹米对呼吸抑制的解救
【目的】观察尼可刹米对吗啡所致呼吸抑制的解救作用，并联系其临床意义。
【材料】 l％盐酸吗啡溶液、5％尼可剁米溶液、液体石蜡、兔固定器、磅秤、记纹鼓、铁支架、双凹夹、玛利气鼓、描记杠杆、鼻插管、5ml及lOml注射器、胶布、酒精棉球、家兔。
【操作】取家兔1只,称重．置于固定器内。将鼻插管与玛利气鼓连接，另一端涂以液状石蜡后，插人兔的一侧鼻孔．待玛利气鼓上的画笔明显波动时，用胶布固定鼻插管．记录正常的呼吸曲线(突验图6)。然后由耳静脉注射1％盐酸吗啡溶液1~2ml/kg，观察呼吸频率及幅度，待频率极度减慢，幅度显著降低时，立即由耳静脉缓慢注射5％尼可刹米溶液l~2ml，观察呼吸变化，待呼吸抑制被解除后，以稍快的速度追加尼可刹术0．5ml．观察惊厥的发
实验图6 家兔呼吸描记装置
【注意事项】
1.通气量调节好后不要再更动，否则会影响实验结果。
2．注射吗啡的速度应根据呼吸抑制情况调节，一般宜先快后慢。
3．尼可刹米应事先准备好，当出现呼吸明显抑制时立即注射，但注射速度不宜过快，否则容易引起惊厥。
【结果】观察并分析描记的呼吸曲线。
实验十二传出神经药对瞳孔的影响
【目的】观察阿托品和毒扁豆碱对家兔瞳孔的影响。
【材料】 1％毛果芸香碱溶液、1％硫酸阿托品溶液、剪刀、量瞳尺、家兔。
【操作】取家兔1只，剪去睫毛后，测量并记录两眼正常瞳孔直径，然后将下眼睑拉成杯状并压住鼻泪管(防止药液流人鼻汨管及鼻腔)。左、右两眼分别渝入l％硫酸阿托品溶液、l％毛果芸香碱各3滴，约1min后放开下眼睑任药液自溢，经15min后再测记瞳孔直径，当右眼用毛果芸香碱后，瞳孔已缩小，再滴人1%硫酸阿托品溶液3滴，观察并比较用药前后有何不同。
【注意事顼】用药前后测量瞳孔，应在光照强度一致的条件下进行。
【结果】
兔眼正常瞳孔直径药物和剂量用药后瞳孔直径左眼
右眼
右眼
实验十三传出神经药对离体肠管的作用
【目的】观察乙酰胆碱、毛果芸香碱和阿托品对肠平滑肌的作用，了解阿托品的作用机制。
【材料】0．01％氯化乙酰胆碱溶液、l％硝酸毛果芸香碱溶液、0．1％硫酸阿托品溶液、台氏波、麦氏浴槽、“L”形通气管、温度计、充气球胆、记纹鼓、铁支架、描记杠杆、弹簧夹、双凹夹、手术剪、小镊子、注射器、烧杯、培养皿、缝线、胶泥、螺旋夹、家兔。
【操作】取空腹家兔1只，击头致死，剖腹取出接近十二指肠的空肠一段(20～30cm)。剪成长约2cm的小段数段，置于盛有台氏液的烧杯内备用。在肠段两端用缝合针各穿一线，将肠段的一端系在通气管的小钩上。将通气管连同肠段放入盛有38土0．5℃台氏液的麦氐浴槽内(台氏液量约30ml)，以双凹夹将通气管的另一端固定在铁支架上，使充满空气的球胆和通气管相连、微微开启球胆橡皮管上_的螺旋夹，使球胆内的空气以每秒2个气泡的速度从通气管尖端的小孔逸出，以给肠肌供氧气。将肠管另一端的连线与杠杆相连，调节杠杆，开动记纹鼓，记录一段正常收缩曲线(实验图7)，然后依次用药。
1．加0.01％氯化乙酰胆碱溶液0.5ml，观察结果如何。
2．当肠段收缩明显时，立即加入0．1％硫酸阿托品溶淡0．5ml，观察对肠段收缩的影响．
3．当描笔下降到基线时，加人0．01％氯化乙酰胆碱溶液0．5ml，观祭结果。
4．更换浴槽中的台氏液3次，待肠段又有轻微收缩后，再加人l％硝酸毛果芸香碱溶液0．3ml，观察肠段有何反应。
5.当作用达稳定状态后，立剧加人0．1％硫酸阿托品溶液0.5ml，观察结果如何。
【结果】描绘或剪贴肠肌活动曲线图，标明所给药物的名称和剂量，分折讨论所得结果。
实验图7 离体肠实验装置
实验十四有机磷农药中毒般其解救
【目的】观察有机磷中毒症状，比较阿托品与碘解磷定对有机磷中毒的解救效果.
【材料】 75％乙醇、5％敌百虫溶液、2.5％碘解磷定溶液、0．1％硫酸阿托品溶液、磅秤、注射器、量瞳尺、家兔。
【操作】取家兔3只，称重编号，先测家兔正常的瞳孔直径、呼吸状态、唾液分泌、骨骼肌活动等情况，然后每兔由耳静脉注射5％敌百虫溶液2ml/kg(20min后如无中毒症状，可再注射0．5ml／kg)，观察其变化。待中毒症状(瞳孔缩小、呼吸困难、唾液外流、骨骼肌震颤等)明显时，甲兔从耳静脉注射0．1％硫酸阿托品溶液1ml/kg，乙免从耳静脉注射2．5％碘解磷定溶液2ml／kg，丙兔由耳静脉法入与甲、乙两兔相同剂量的硫酸阿托品和碘解磷定药液。观寮并比较药物对各兔的解救效果。
【结果】
兔号体重药物和剂量瞳孔直径呼吸状态唾液分泌骨骼肌活动甲 5％敌百虫
0．1％硫酸阿托品
乙 5％敌百虫
2.5％碘解磷定
丙 5％敌百虫
0．1％硫酸阿托品和2.5％碘解磷定
实验十五去甲肾上腺索的缩血管作用
【目的】观察去甲肾上腺索的缩血管作用，并分祈其作用机制。
【材料】0．01％重酒石酸去甲肾上腺素溶液、脊髓破坏针、蛙板、蛙腿夹、大头针、手术剪、镊子、滴管、放大镜、青蛙或蟾蜍。
【操作】取青娃或蟾蜍l只，用脊髓破坏针破坏其脑和脊髓后，固定于蛙板上，沿其腹壁的一侧剖开腹腔，找出肠系膜，用大头针固定于蛙板上，用放大镜观察肠系膜血管的粗细后，滴0.01％重酒石酸去甲肾上腺素溶液1滴于肠系膜上，3min后，再观察肠系膜血管粗细与滴药前有何不同。
【结果】纪录滴药前、后肠系膜血管的粗细变化。
实验十六肾上腺素对普鲁卡冈作用的影响
【目的】观察肾上腺素对普鲁乍因作用的影响，联系临床意义.
【材料】 4％普鲁卡因溶液、4％普鲁卡因含肾上腺素1：20000的混合液、调剂天平、大烧杯1个、1ml注射器2副、针头2个、小白鼠.
【操作】取小白鼠2只，称重编号，观察正常活动后；甲鼠皮下注射4％普鲁卡因溶液0.1ml／l0g，乙鼠皮下注射4％普鲁卡阿含肾上腺素1：20000混合液0．1ml／lOg给药后观察两鼠所发生的症状有何不同?为什么?
【结果】
鼠号药物和剂量用药后反应
甲 4％普鲁卡因溶液
乙 4％普鲁卡因含肾上腺素1：20000的混合液
实验十七传出神经药对血压的影响
【目的】观察传出神经药对犬血压的影响，分析其作用机制，并联系临床用途。
【材料】 5％枸橼酸钠溶液、3％戊巴比妥钠溶液、传出神经药溶液(见下项)、生理盐水、犬手术台、记纹鼓、犬用汞检压记、电磁标、眼科剪、手术剪、血管钳、手术刀、犬用动脉套管、制压瓶、犬用气管套管、滴定管、注射器、丝线、线绳、纱布块、犬1只。
【操作】取犬l只，称重，用3％的戊巴比妥钠溶液lml／kg注入腿部隐静脉进行麻醉，仰卧缚于手术台上，在股三角动脉搏动处纵行切口。找出股动脉，插入与滴定管相连的静脉套管，以备输液及用药，再在颈正中纵行切口，分离气管并切口插入气管套管，结扎固定，然后分离一侧颊动脉(注意与迷走神经分离)，结扎其远心端，用动脉夹夹往近心端，再于结扎线及动脉夹之间剪口插入充满5％枸橼酸钠溶液并与汞检压计相连的动脉套管，扎紧固定。用制压瓶或大注射器将汞检压计表示的压力提高l6kPa(120mmHG)左右，放开动脉夹，通过检压计之浮笔在记纹鼓上描记血压曲线(实验图8)。
描记一段正常血压曲线后，依次由股静脉注入下列药物，观寨血压变化。
(1)0.01％氯化乙酰胆碱溶波0．01ml/kg。
(2)0.05％甲硫酸新斯的明溶液0.04ml/kg。
(3)重复(1),与原效果比较。
(4)1％硫酸阿托品济液0．1ml/kg。
(5)重复(1)，与原效果比较。
(6)0.1％盐酸肾上腺素溶液O.01 ml/kg。
(7)0．2％重洒石酸去甲肾上腺素溶液0．01ml/kg.
(8)3％盐酸麻黄碱溶液0．04~0.1ml/kg。
实验图8 狗血压突验装置
1.静脉套管
2.动脉套管 3．制压瓶 4.水很检压计 5.气管套管
6.气鼓 3.通保温灯泡 8．滴定管 9.呼吸曲线 10.血压曲线 11.计时
(9)0．05％盐酸异丙肾上腺素溶液0.O1ml／kg。。
(10)1％甲磺酸酚妥拉明溶彼0．1 ml／kg(缓慢注射)。
(11)重复(6)、(7)、(9)，与原效果比较。
(12)0．1％盐酸普萘洛尔溶液0.5~1ml/kg(缓慢注射)。
(13)重复(6)、(7)、(9)，与原效果比较。
【结果】记录血压变化，讨论实验结果。
实验十八强心苷的强心作用
【目的】观察毒毛花苷K对心脏的作用及其与钙离子的关系，联系其临床应用。
【材料】任氏液、l％氯化钙溶液、缺钙任氏液、1：l5000毒毛花苷K任氏液或毒毛花苷K注射液(O.25mg/ml)、蛙板、蛙心套管、脊髓破坏针、普通剪刀、普通镊子、眼科剪、眼科镊、蛙心夹、长柄夹、杠杆、铁支架、记纹鼓、滴管、烧杯、注射器、胶泥、缝线、蛙或蟾蜍。
【操作】按斯氏法制备离体心脏标本，取蛙(或蟾蜍)1只，用脊髓破坏针从枕骨大孔插入，上下捣毁破坏脑及脊髓后，仰卧置于蛙板上，剖开胸腔，剪开心包膜。从主动脉干下穿一线，在左侧主动脉分支上剪一“v”形切口，右手取盛有任氏液的蛙心套管插入主动脉，经过主动脉球后，将套管尖端转向蛙心左后方(同时左手用眼科镊将主动脉球向右前方提起)插人心室，在主动脉处结扎固定于套管上，剪断两侧主动脉分支，提起套管及蛙心．再结扎并剪断静脉窦远心端，使蛙心与蛙体分离。用滴管吸去蛙心套管内的血液，反复以任氐液冲
洗，清除蛙心内的存血后，将系有长线的蛙心夹夹于心尖上，以长柄夹固定蛙心套管于铁支
架上。蛙心夹的线与杠杆相连，即可通过杠杆在记纹鼓上描记心跳曲线(实验图9)，待描记一段正常心跳曲线后，按下列顺序向蛙心套管山加药或换液，观察心跳的变化．
实验图9 斯氏法离休蛙心实验装置
1．换缺钙任氏液。
2．1：15000毒毛花苷K任氏液，或换以任氏液后逐渐滴加毒毛花苷K注射液约0．2ml(或滴至心跳加强为止)。
3.逐渐滴加1％氯化钙溶液3~6滴(或滴至心跳出现明显变化为止)。
【结果】记录每次换药或加药后的心跳变化结果，讨论、分析作用机制，联系临床应用
实验十九普萘洛尔的抗心律失常作用
【目的】了解氯仿一肾上腺素引起心律失常的方法，观察普萘洛尔抗心律失常作用。
【材料】氯仿、0．0 l％肾上腺素、0．1％盐酸普萘洛尔、心电图机、心电示波器、兔手术台、兔头夹、麻醉口罩、铁支架、lml和5ml注射器、家兔。
【操作】取家兔1只，称重，仰位固定于兔手术台上。用兔头夹固定后，用氯仿将家兔以麻醉口罩进行麻醉．以达到角膜反射消失为度。记录心电图后，依次注射下列药品，并观察心电图变化。
1．耳缘静脉快速注射0．01％肾上腺素0．5ml/kg，能迅速出现心律失常(室性早搏、室性心动过速)．5—6min后恢复窦性心律。实验以心电示波器监视并记录30s，1、2、3、4、5min心电图。
2．耳缘静脉缓慢注射0.1％盐酸普萘洛尔0.25ml/kg，约2min注射完毕，以心电示波器观察并用心电图记录30s,1、2、3、4、5min心电图。
3．再由耳静脉迅速注射0．0l％肾上腺素0．5ml/kg，并以上述方法记录其结果。
【注意事项】注射肾上腺素速度要快，引起心律失常时间很短，要及时观察。
【结果】
观察项目对照肾上腺素普萘洛尔肾上腺素心律
心率
实验二十普萘洛尔的抗缺氧作用
【目的】观察普萘洛尔提高动物缺氧的耐受力作用．分析其抗缺氧的作用机制，联系临床应用。
【材料】0．1％盐酸普萘洛尔注射液、生理盐水、钠石灰、250ml广口瓶1个、调剂天平1台、1ml注射器2副、5号针头2个、钟罩l个．小白鼠。
【操作】将厂口瓶内放入钠石灰l5g，用以吸收二氧化碳的水分.取小白鼠2只，称重标记，一只腹腔注射0．1％盐酸普萘洛尔0．2ml/10g，另一只注射生理盐水0.2ml/10g，15min后将2只小鼠放入广口瓶巾，密封瓶口，立即记录时间。观察两鼠的活动直至死亡，记录死亡时间，分别求得各鼠寄活时间。
【注意事项】
1．瓶口可涂凡士林密封.
2．各实验组所用的广口瓶必须等容量。
【结果】综合各实验组的实验结果，求得两组小鼠的平均存活时间，给药组与对照组比较，求得存活时间延长百分率。
存活时间延长百分率=(给药组平均存活时间-对照组平均存活时间)/对照组平均存活时间X100%
实验二十一呋塞米的利尿作用
【目的】观察呋塞米的利尿效果，联系其用途.
【材料】1％呋塞米溶液、液体石蜡、磅秤、兔手术台、导尿管、缚带、胶布、雄性家兔l只。
【操作】取临用前喂过青菜的雄性家兔l只、称重，仰卧缚于手术台上。将充满水并涂过液体石蜡的导尿管由尿道插入膀胱(深约7～9cm)，用胶布固定于兔体上，压迫兔下腹部．排空膀胱后，导尿管口下接量筒，先观察并记录正常每分钟尿液滴数及30min尿量，然
后由耳静脉缓慢注射呋塞米溶液0．5ml／kg。待尿液开始增多时，记录每分钟尿液滴数及30min尿量，与给药前比较，观察其利尿效果。
【结果】
给药前给呋塞米后每分钟尿液滴数
30min尿量
实验二十二可待因的镇咳作用
【目的】学习引咳实验法，观察可特因的镇咳作用，联系其临床用途。
【材料】0.5％磷酸可待因溶液、浓氨水(27％～29％)、生理盐水、大烧杯、托盘灭平、秒表、1ml注射器、普通镊子、小白鼠。
【操作】取小白鼠2只，分别称重后放人倒置的大烧杯内，观察正常活动。甲鼠皮下注射0．5％磷酸可待因溶液0．1 ml／10g；乙鼠皮下注射生理盐水0.lml/10g作对照。20min 后，分别置入浸有浓氨水的棉球刺激引咳，观察并记录两鼠的咳嗽潜伏期及每分钟咳嗽次数(咳嗽表观为缩胸、张口，有时可听到咳声)。
【结呆】
鼠号体重药物和剂量咳嗽潜伏期(s) 咳嗽次数/min 甲
乙
实验二十三硫酸镁的导泻作用
【目的】
1．观察硫酸镁对肠道的影响，分析其作用机制，联系临床用途。
2．练习小白鼠灌胃法、颈椎脱臼处死法及破坏蟾蜍大脑的方法。
(一)蟾蜍肠容量法
【材料】l0％硫酸镁溶液、蛙板、蛙腿夹、脊髓破坏针、手术剪、手术镊、丝线、1ml 注射器、蟾蜍。
【操作】取蟾蜍1只，用脊髓破坏针破坏大脑后，腹部向上放于蛀板上，用蛙腿夹固定其四肢，剖开腹腔找出小肠，取小肠二段，每段长约l.5~2cm，用丝线结扎其两端。在第一段小肠内注人l0％硫酸镁溶液0．2—0．3ml(要靠扎线端注入，为避免药液从针孔处漏出，可在注入处用线结扎)。同法在第二段小肠内注入等量蒸馏水作对照。给药后将小肠置回腹
实验四、不同给药途径对药物作用的影响 授课教师郭育慧授课序次4授课类型实验课授课学时2 授课题目（章节）第4次实验实验四 不同给药途径对药物作用的影响教学目的与要求1、观察给药途径不同对药物作用的影响；2、掌握小白鼠的捉拿及给药（灌胃、腹腔注射等）方法。教学重点与难点重点验证不同给药途径对药物作用的影响（途径）。难点动物的给药方法及实验结果的讨论教学方法与手段讲授、示教、实验操作。使用教材及参考书 1、使用教材：（1）药理学，第四军医大学出版社，魏庆华、滕淑静主编，第1版xx年7月；（2）药理学实验与学习指导，金虹、令红艳主编，第2版xx年1月。 2、参考书：朱岫芳、鱼江主编，药理学，吉林出版集团，第3版，1997年9月教案续页教学内容辅助手段时间分配实验四 不同给药途径对药物作用的影响 【目的要求】 1、观察不同给药途径对药物作用的影响。 2、练习小白鼠的捉拿及给药方法。 【实验原理】
给药途径不同，药物首先到达的器官和组织不同，致使药物的吸收和分布也不同，药物效应因而呈现差异。静脉吸收最快，产生作用最强，其他给药途径的吸收速度依次是：呼吸道>腹腔注射>肌肉注射>皮下注射>皮内注射>口服>贴皮。主要包括“量差异”（即同一效应，出现作用强度不同）和“质差异”（即出现不同的药理效应）。硫酸镁为导泻、利胆、降压和抗惊厥药。口服不易吸收，并使肠内容物渗透压升高，水分吸收减少，肠容积增大，刺激肠壁，促进肠道蠕动而泻下。镁盐还能引起二指肠分泌胆囊素，此激素能刺激肠液分泌和肠道蠕动。注射给药可使血中Mg2+增加，Mg2+ 和Ga2+化学性质相似，可以特异地竞争Ga2+受点，拮抗Ga2+的作用，阻止运动神经末梢释放递质乙酰胆碱，使骨骼肌松弛。与此同时，也作用于中枢神经系统，引起感觉和意识消失。过量时，引起呼吸抑制、血压骤降以至死亡。静脉缓慢注射氯化钙，可立即消除Mg2+ 的作用。尼可刹米属于中枢兴奋药，可直接或反射性地兴奋延髓呼吸中枢，但若剂量过大，则可引起中枢神经系统各个部位广泛兴奋，导致惊厥发生，甚至死亡。本实验对小白鼠给过量的尼可刹米，以观察不同给药途径对药物作用的影响。 【实验条件】 实验动物小白鼠4 只实验器材天平、烧杯（1000ml）注射器（1ml）、针头、小鼠灌胃器药品2%的尼可刹米、10%硫酸镁溶液
实验1 实验动物的捉持法和给药法 一、常用实验动物的捉持法 1．蛙和蟾蜍 通常以左手握持，用食指和中指夹住左前肢，拇指压住右前肢，右手将下肢拉直，左手用无名指及小指夹住（图1）。 图1 蟾蜍捉持法 2．小鼠 （1）双手法：右手提鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉鼠尾，使小鼠前肢固定在粗糙面上。迅速用左手拇指和食指捏其双耳间颈背部皮肤，无名指、小指和掌心夹其背部皮肤和尾部，便可将小鼠牢固捉持（图2）。 图2 小鼠双手捉持法 （2）单手法：小鼠置于笼盖上，先用左手食指和拇指抓住鼠尾，后手掌尺侧和小指夹住鼠尾，然后左手拇指与食指捏住颈部皮肤（图3）。 图3 小鼠单手捉持法 3. 大鼠 大鼠容易激怒咬人，捉持时应戴防护手套。先用右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与掌部握住背部和腹部。注意不要捏其颈部，以防用力过大、过久，窒息死亡。 4．家兔 一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，使兔呈蹲坐姿势（图4）。切不可用手握持双耳提起兔子。 图4 家兔捉持法 5．豚鼠
豚鼠性情温和，不咬人，用手轻轻握住身体即可抓起。 6. 猫 应戴好防护手套。轻声呼唤，慢慢将手伸入猫笼，轻抚猫头、颈和背部，一只手抓住颈背部皮肤，另一只手抓住腰背部。性情凶暴的猫可用布袋或网套捉持，操作中应防其利爪和牙齿伤人。 7. 狗 驯服的狗可戴上特制嘴套，用绳带固定于耳后颈部；凶暴的狗可用长柄捕狗夹钳住狗的颈部，然后套上嘴套。狗嘴也可用绳带固定，操作时先将绳带绕过狗嘴的下颌打结，再绕到颈后部打结，以防绳带滑落。狗麻醉后四肢固定于手术台上，取下嘴套或绳带，将一金属棒经两侧嘴角，穿过口腔压于舌上，再用绳带绕过金属棒绑缚狗嘴，并固定于手术台上。应将狗舌拉出口腔，以防窒息。 二、常用实验动物给药法 1. 经口给药法 此法有口服与灌胃两种方法。适用于小鼠、大鼠、豚鼠、兔、犬等动物。口服法可将药物放入饲料或溶于饮水中令动物自由摄取。若为保证剂量准确，可应用灌胃法。 （1）灌胃法 小鼠：左手捉持小鼠，腹部朝上，右手持灌胃管经口角插入口腔，使灌胃管与食管成一直线，再沿上颚壁缓慢插入食管，稍感有阻力时(大约灌胃管插入1／2)，如动物安静，呼吸无异常，即可注入药液。如遇阻力应抽出灌胃管重新插入，若药液误注气管，小鼠可立即死亡。一次灌注药量0.1－0.3ml／10g体重。操作宜轻柔，防止损伤食管（图5）。灌胃管可用粗大的注射针头制作，磨钝针尖制成，管长4-5cm，直径1mm，连接于1-2ml 注射器上即成。 图5 小鼠灌胃法 大鼠：左手捉持大鼠，右手持灌胃器，灌胃方法与小鼠相同。若两人合作时，可由助手协助固定后肢与尾巴。但灌胃管必须长6－8cm，直径1.2mm，尖端呈球状，并安装在5 －10ml的注射器上。注药前应回抽注射器，证明未插入气管（无空气逆流）方可注入药液。一次投药量1—2ml／100g体重。 家兔：需两人合作，一人坐好将兔躯体夹于两腿之间，左手紧握双耳固定头部，右手抓住两前肢固定前身，使兔头稍向后仰；另一人将木或竹制开口器横放于兔口中，将兔舌压住，以8号导尿管经开口器中央小孔，沿上颚壁慢慢插入食管15－18cm。为避免误入气管，可将导尿管外口端放入清水杯中，无气泡逸出方可注入药液，并应再注入少量清
3.4 实验动物的给药方法 3.4.1 经口投药法 (1) 口服法． 口服法是将能溶于水并且在水溶液中较稳定的药物放入动物饮水中，不溶于水的药物混于动物饲料内，由动物自行摄入。该方法技术简单，给药时动物接近自然状态，不会引起动物应激反应，适用于多数动物慢性药物干预实验，如抗高血压药物的药效、药物毒性测试等。其缺点是动物饮水和进食过程中，总有部分药物损失，药物摄入量计算不准确，而且由于动物本身状态、饮水量和摄食不同，药物摄入量不易保证，影响药物作用分析的准确性。 (2) 灌服法 灌服法是将动物适当固定，强迫动物摄入药物。这种方法能准确把握给药时间和剂量，及时观察动物的反应，适合于急性和慢性动物实验，但经常强制性操作易引起动物不良生理反应，甚至操作不当引起动物死亡。故应熟练掌握该项技术。强制性给药方法主要有两种： ①固体药物口服 一人操作时用左手从背部抓住动物头部，同时以拇、食指压迫动物口角部位使其张口，右手用镊子夹住药片放于动物舌根部位，然后让动物闭口吞咽下药物。 ②液体药物灌服 小白鼠与大白鼠一般由一人操作，左手捏持小白鼠头、颈、背部皮肤，或握住大白鼠以固定动物，使动物腹部朝向术者，右手将连接注射器的硬质胃管由口角处插入口腔，用胃管将动物头部稍向背侧压迫，使口腔与食管成一直线，将胃管沿上颚壁轻轻插入食道，小白鼠一般用3 cm，大白鼠一般用5 cm的胃管(图3.4-1)。插管时应注意动物反应，如插入顺利，动物安静，呼吸正常，可注入药物；如动物剧烈挣扎或插入有阻力，应拔出胃管重插，如将药物灌入气管，可致动物立即死亡。 给家兔灌服时宜用兔固定箱或由两人操作。助手取坐位，用两腿夹住动物腰腹部，左手抓免双耳，右手握持前肢，以固定动物；术者将木制开口器横插入兔口内并压住舌头，将胃管经开口器中央小孔沿上腭壁插入食道约15 cm，将胃管外口置一杯水中，看是否有气泡冒出，检测是否插入气管，确定胃管不在气管后，即可注入药物(图3.4-2)。 3.4.2 注射给药
动物实验给药剂量换算
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动物实验给药剂量换算 关于不同实验动物之间或者实验动物与人之间的剂量如何作“等效”换算的问题。分以下几点来探讨这个问题。 第一、等效剂量系数折算法换算 第二、体表面积法换算 第三、系数折算法与体表面积法的比较 第四、系数折算法的相对误差 第五、小孩与成人的剂量换算 第六、少常用实验动物剂量间的换算 第七、不同给药途径间的剂量换算 第八、LD５０与药效学剂量间的换算 我们在实验中估算一种药物或化合物的使用剂量的时候,差不多是来源于两条途径：一是查文献，参考别人使用的剂量。有时有现成的，可直接用。有时没有我们所用动物的剂量，但有其它实验动物的。也有的是有临床用量的,但没有实验动物的。这样，我们就得进行换算。这是我们今天要谈的这种方法。 另一种方法就是根据自己或文献上有关急性毒性的数据来进行估算，以期采用合适的剂量。一般参考数据是ＬD50。至于该选择ＬD50的多少分之一来作为参考剂量,众说纷纭。这个我们再另题讨论。 下面我来说一说用第一种方法进行如何换算。 目前我们大多数人用的方法，是参考徐叔云教授主编的《药理实验方法学》。在其附录中有一个表,列出了人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值。这个表,几乎被药理专业的人们奉为经典，一直在科研中沿用。 表如下所示： 请注意最后一行，这个就是我们通常用到的。把人的临床剂量转换为实验动物的剂量。 试着换算一个。 如：人的临床剂量为X mg/kg ，换算成大鼠的剂量: 大鼠的剂量=X mg/kg×70ｋg×0.０18/200g=X ｍg/kg×7０ｋg×0.0１8/0.２ｋg＝6.3 X ｍg/kg.
常见实验动物的捉持和给药方法 一、小白鼠的捉持和给药方法 1、捉持方法 右手提起鼠尾，放在粗糙物（如鼠笼）上面，轻向后拉其尾；此时小鼠前肢抓住粗糙面不动；用左手拇指和食指捏住双耳及头部皮肤，无名指、小指和掌心夹其背部皮肤及尾部，便可将小鼠完全固定。腾出右手，可以给药。 此外，也可单手捉持，难度较大，但速度快。先用拇指和食指抓住小鼠尾巴，用小指、无名指和手掌压住尾根部，再用腾出的拇指、食指及中指抓住鼠双耳及头部皮肤而固定。 2、给药方法 ａ.灌胃法 小鼠固定后，使腹部朝上，颈部拉直，右手用带灌胃针头的注射器吸取药液（或事先将药液吸好），将针头从口交插入口腔，再从舌背进沿上腭进入食道。若遇阻力，应退出后再插，切不可用力过猛，防止损伤或误入气管导致动物死亡。灌胃量一般不超过0.25ml/10g。
ｂ.腹腔注射法 抓鼠方法同上，右手持注射器（5～6号针头），从耻骨联合上一侧向头端以30度角刺入腹腔（应避开膀胱）。可先刺入皮下2～3mm，再刺入腹腔，以防药液外漏。针头刺入部位不宜太高太深，以免刺破内脏。注射量一般为0.1～0.25ml/10g。 ｃ.皮下注射法 一般两人合作。一人左手抓住小鼠头部皮肤，右手拉住鼠尾；另一人左手提高背部皮肤，右手持住注射器（针头号同上），将针头刺入提起的皮下。若一人操作，左手小指和手掌夹住鼠尾，拇指和食指提起背部皮肤，右手持注射器给药。一般用量为0.05～0.25ml/10g。 ｄ.肌肉注射法 两人合作时，一人抓鼠方法同上，另一人左手拉直一侧后肢，右手持注射器，注射部位多选后腿上部外
侧（针头号同上）。如一人操作，抓鼠方法类似腹腔注射，只是药液注射在肌肉内。每腿的注射量不宜超过0.1ml。 ｅ.尾静脉注射法 将小鼠置于待置的固定筒内，使鼠尾外露，并用酒精或二甲苯棉球涂擦，或插入40℃～50℃温水中浸泡片刻，使尾部血管扩张。左手拉尾，选择扩张最明显的血管；右手持注射器（4～5号针头），将针头刺入血管，缓慢给药。如推注有阻力而且局部变白，说明针头不在血管内，应重新插入。穿刺时宜从近为尖部1/3处静脉开始，以便重复向上移位注射。一般用药量为0.1～0.2ml/10g，不宜超过0.5ml/10g。 二、家兔的捉持和给药方法 1、捉持方法 一般左手抓住兔颈背部皮肤，将其提起，右手托住臀部称坐位姿态。不要抓两耳，以防兔挣扎。 2、给药方法 ａ.耳缘静脉注射法 一人操作时，将兔放入固定箱或试验台上，选好耳缘静脉（在耳背的下缘），拔除局部的毛，用酒精棉球涂擦，并用食指轻弹耳壳，使血管扩张。用左手的食指和中指夹住耳根部，拇指和无名指夹住耳尖部拉直；右手将抽好药液的注射器（6～7号针头）刺入血管，用拇指和食指使针头和兔耳固定，将药液推入。如针头在血管内，推注轻松，并可见血液被药液冲走；如不在血管内，则推注有阻力，耳局部变白或肿胀，应立即拔除重新注射。注射完毕，则用手指或棉球压在针眼上，再拔出针头，并继续按压片刻，防止出血。如两人操作，一人夹住兔子，右手暴露血管，压住耳根部使血管充盈，另一人注射给药。
实验动物的给药途径和方法及药量计算方法 一、经口给药法 (一)灌胃法 此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种常用给药法。 1、鼠类：鼠类的灌胃器由特殊的灌胃针构成。左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的右U角中，插入口中，沿咽后壁慢慢插入食道，使其前端到达膈肌位置，灌胃針插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，以免损伤、穿破食道或误入气管。 2、兔、犬等：灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间。然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。 (二)口服法 口服给药是把药物混入饲料或溶干饮水中让动物自由摄取。此法优点是简单方便，缺点是剂量不能保证准确，且动物个体间服药量差异较大。大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时，可将药物用镊子或手指送到舌根部，迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高，使其自然吞咽。 二、注射给药法 (一)皮下注射 皮卜注射一般选取皮下组织疏松的部位，大鼠、小鼠和豚鼠可在颈后肩胛问、腹部两侧作皮下注射；家兔可在背部或耳根部作皮卜注射；猫、犬则在大腿外侧作皮下注射。皮下注射用左手拇指和食指轻轻提起动物皮肤，右手持注射器，使针头水平刺入皮下。推送药液时注射部位隆起。拨针时，以手指捏住针刺部位，可防止药液外漏。 (二)肌肉注射
肌肉注射一般选肌肉发达，无大血管通过的部位。大鼠、小鼠、豚鼠可注射大腿外侧肌肉；家兔可在腰椎旁的肌肉、臀部或股部肌肉注射；犬等大型动物选臀部注射。注射时针头宜斜刺迅速人肌肉，回抽针栓如无回血，即可注射。(三)腹腔注射 给大鼠、小鼠进行腹腔注射时，以左手固定动物，使腹部向上，为避免伤及内脏，应尽量使动物头处于低位，使内脏移向上腹，右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。免、犬等动物腹腔注射时，可由助手固定动物，使其腹部朝上，实验者即可进行操作。注射位置为：家兔下腹部近腹白线左右两侧1cm处，犬脐后腹白线两侧边1—2cm处进行腹腔注射。 (四)静脉注射 1、大鼠和小鼠：常采用尾静脉注射。注射时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内，尾部用45—50℃的温水浸润几分钟或用75％酒精棉球反复擦拭使血管扩张，并使表皮角质软化。以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，用中指从下面托起鼠，右手持注射器，使针头尽量采取与尾部平行的角度进针，从尾末端处刺入，注入药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，注射后把尾部向注射侧弯曲，或拔针后随即以干棉球按住注射部位以止血。 2、豚鼠：可采用前肢皮下头静脉、后肢小隐静脉注射或耳缘静脉注射。 3、家兔：一般采用耳缘静脉注射。注射时先将家兔用固定盒固定，拔去注射部位的毛，用酒精棉球涂擦耳缘静脉，并用手指弹动或轻轻揉擦兔耳，使静脉充血，然后用左手食指和中指压住耳根端，拇指和小指夹住耳边缘部，以无名指放在耳下作垫，右手持注射器从静脉末端刺入血管，注入药液。注射后，用纱布或脱脂棉压迫止血。 三、给药剂量 不同种类的实验动物一次给药能耐受的最大剂量不同，灌胃太多时易导致胃扩张，静脉给药剂量过多时易导致心力衰竭和肺水肿。现将不同种类实验动物一次给药最大耐受量列出，以供参考。 为观察某种药物对动物的作用时，给药剂量的准确与否是个很重要的問题。剂量太小，作用不明显，剂量太大，又可能导致动物中毒死亡。
常用实验动物的给药途径和方法 在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态的变化，常需将药物注入动物体内。由于实验目的、动物种类、药物剂型不同，给药途径和方法也多种多样。 一经口给药法 (一)灌胃法 此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种常用给药方法。 1、白鼠灌胃法：抓起小鼠，以左手拇指、食指固定头部，小指、无名指和掌心夹注尾巴，使腹部朝上，颈部拉直，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口角插入口腔，从舌背沿上腭插入食道。灌胃量0.2～0.5ml/10g。 胃管可用适宜口径的硬质塑料管或磨去针头的8号注射针头弯成适当的弧度制成。 注意，操作时不要用力猛插，以免插破食道或误插入器官造成动物死亡。 2、白鼠灌胃法：左手戴上棉手套，用左手拇指和食指将大鼠头部固定，将大鼠 灌胃器沿腭后壁慢慢插入食道。灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，重新再插。灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。灌胃量10～20ml/kg 3 兔、犬等:灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。 4、猪的胃内灌注法：给猪下鼻饲管较困难，因猪的鼻翼与上唇联合形成吻突，鼻腔内上下鼻夹与鼻中隔通道极窄，只能通过F10－12号的导尿管，F14号以上的导尿管不能插入，故一般均给猪采用经口入胃的灌胃方法。具体方法是，预先做好一矩形小木块，中间有一洞，让小猪咬住，将其固定，然后再由此洞下胃管。此种操作较为简便。 5、鸟类：包括鸽、鸡等，经口灌胃给药，可由助手将其身体用毛巾裹住固定好。实验者用左手将动物向后拉，使其颈部倾斜，用左拇指和食指将动物嘴撬开，其他三只手指固定好动物头部，右手取带有灌胃针头的注射器，将灌胃针头由动物舌后插入食管。不要象其它动物灌胃时插的太深，如动物不挣扎，插针头又很顺利，即可将药液经口或食管上端罐入胃内。罐入速度要慢。
实验动物的给药途径和方法及药量计算方法标准化管理部编码-[99968T-6889628-J68568-1689N]
一．经口给药法 (一)灌胃法 此法给药剂量准确，是借灌胃器将直接灌到动物胃内的·种常用给药法。1．鼠类：鼠类的灌胃器由特殊的灌胃针构成。左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的右U角中，插入口中，沿咽后壁慢慢插入食道，使其前端到达膈肌位置，灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，以免损伤、穿破食道或误入气管。 2．兔、犬等：灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间。然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。 (二)口服法 口服给药是把混入饲料或溶干饮水中让动物自由摄取。此法优点是简单方便，缺点是剂量不能保证准确，且动物个体间服药量差异较大。大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时，可将用镊子或手指送到舌根部，迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高，使其自然吞咽。 二、注射给药法
(一)皮下注射 皮卜注射一般选取皮下组织疏松的部位，大鼠、小鼠和豚鼠可在颈后肩胛问、腹部两侧作皮下注射；家兔可在背部或耳根部作皮卜注射；猫、犬则在大腿外侧作皮下注射。皮下注射用左手拇指和食指轻轻提起动物皮肤，右手持注射器，使针头水平刺入皮下。推送药液时注射部位隆起。拨针时，以手指捏住针刺部位，可防止药液外漏。 (二)肌肉注射 肌肉注射一般选肌肉发达，无大血管通过的部位。大鼠、小鼠、豚鼠可注射大腿外侧肌肉；家兔可在腰椎旁的肌肉、臀部或股部肌肉注射；犬等大型动物选臀部注射。注射时针头宜斜刺迅速人肌肉，回抽针栓如无回血，即可注射。(三)腹腔注射 给大鼠、小鼠进行腹腔注射时，以左手固定动物，使腹部向上，为避免伤及内脏，应尽量使动物头处于低位，使内脏移向上腹，右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。免、犬等动物腹腔注射时，可由助手固定动物，使其腹部朝上，者即可进行操作。注射位置为：家兔下腹部近腹白线左右两侧1cm处，犬脐后腹白线两侧边1—2cm处进行腹腔注射。(四)静脉注射
药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制 本文由wyj摘要翻译 本文是2001年由欧洲制药工业协会联合会 (The European Federation of Pharmaceutical Industries and Associations ，EFPIA)和欧洲替代方法验证中心（European Centre for the Validation of Alternative Methods，ECV AM)联合发布的关于对动物不同途径给药或采血时所能充许的给药体积和采血体积指导原则。动物包括小鼠、大鼠、兔、狗、猴、豚鼠，给药方法包括po、ip、im、sc、一次性iv、缓慢静注、静脉点滴等的一般给药体积、最大充许给药体积、给药速度等，采血包括各种动物的最大充许采血量和恢复时间等。是一部实用、全面而又难得的指导原则，相信对从事药理、毒理研究者及其他动物实验工作者有一定的帮助。 下面的节选由wyj摘要翻译，原文见欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood, Including Routes and Volumes(2000). J. Appl. Toxicol. 21, 15–23 (2001) 第一部分：动物实验中的给药体积与给药速度 一、一般给药体积与速度 对于各种给药途径的最大给药体积，取决实验动物种属和制剂性质。一般推荐给药最大容积为见附表（（欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000）。 特殊给药途径每次的给药体积(英国药业会，1995）：每眼0.01 ml；⑥直肠0.5 ml/kg；⑦阴道：大鼠0.2 ml，兔1 ml；⑧吸入2 mg/L；⑨鼻：猴或犬每鼻孔0.1 ml。 表1各种给药途径的给药体积及可能的最大给药体积a （欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000） 给药途径与体积 (ml/kg, except b ml/site)d 动物种属 Oral sc ip im iv (单次) iv (缓慢注射) 小鼠10 (50) 10 (40) 20 (80) 0.05b (0.1)b 5 (25) 大鼠10 (40) 5 (10) 10 (20) 0.1b (0.2)b 5 (20) 兔10 (15) 1 (2) 5 (20) 0.25 (0.5) 2 (10) 犬 5 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5) 猴 5 (15) 2 (5) C (10) 0.25 (0.5) 2 c 狨猴10 (15) 2 (5) C (20) 0.25 (0.5) 2.5 (10) 小型猪10 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5) 说明: a:给非水溶液后，确定再次给药时间时应考虑前次药物是否已被吸收。肌肉内注射每天不能 超过2次。皮下注射每天限制在2~3个部位，前述皮下注射部位，不包括弗氏佐剂的使用。
动物实验基础知识系列之一：剂量换算 关于剂量换算的问题 最近不少战友询问关于不同实验动物之间或者实验动物与人之间的剂量如何作“等效”换算的问题。 这个问题对学习药理的战友来讲，可能是非常熟悉了。但对于非药理专业但又需做药理实验的战友来说，仍然是令人困扰的问题。 下面我们分以下几点来探讨这个问题。 第一、等效剂量系数折算法换算 第二、体表面积法换算 第三、系数折算法与体表面积法的比较 第四、系数折算法的相对误差 第五、小孩与成人的剂量换算 第六、少常用实验动物剂量间的换算 第七、不同给药途径间的剂量换算 第八、LD50与药效学剂量间的换算 下面我来简单说一下这个问题。 我们在实验中估算一种药物或化合物的使用剂量的时候，差不多是来源于两条途径： 一是查文献，参考别人使用的剂量。有时有现成的，可直接用。有
时没有我们所用动物的剂量，但有其它实验动物的。也有的是有临床用量的，但没有实验动物的。这样，我们就得进行换算。这是我们今天要谈的这种方法。 另一种方法就是根据自己或文献上有关急性毒性的数据来进行估算，以期采用合适的剂量。一般参考数据是LD50。至于该选择LD50的多少分之一来作为参考剂量，众说纷纭。这个我们再另题讨论。 下面我来说一说用第一种方法进行如何换算。 目前我们大多数人用的方法，是参考徐叔云教授主编的《药理实验方法学》。在其附录中有一个表，列出了人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值。这个表，几乎被药理专业的人们奉为经典，一直在科研中沿用。 表如下所示： 请注意最后一行，这个就是我们通常用到的。把人的临床剂量转换为实验动物的剂量。
试着换算一个。 如：人的临床剂量为X mg/kg , 换算成大鼠的剂量： 大鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.018/200g＝X mg/kg×70kg×0.018/0.2kg＝6.3 X mg/kg. 这也就是说，按单位体重的剂量来算，大鼠的等效剂量相当于人的6.3倍。 在这里，我们要看到每种动物的体重（包括人），在上表中以蓝色显示的。还要注意到折算系数，也就是表中以红色所示的。将人的剂量转换成哪种动物的，就在相应的动物那一列下找到与人的相交的地方的折算系数，将剂量乘以折算系数，再乘上人的体重与那种动物体重的比值。注意体重的单位要化成一致。这个折算系数是以上表中蓝色所示的标准体重计算得来的。 依此类推，我们可以算出小鼠、豚鼠等其它动物剂量与人的比值。小鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.0026/20g＝X mg/kg×70kg×0.0026/0.02kg＝9.1X mg/kg. 豚鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.031/400g＝X mg/kg×70kg×0.031/0.4kg＝5.42 X mg/kg. 兔的剂量＝X mg/kg×70kg×0.07/1.5kg ＝3.27 X mg/kg. 猫的剂量＝X mg/kg×70kg×0.078/2.0kg＝2.73 X mg/kg. 猴的剂量＝X mg/kg×70kg×0.06/4.0kg＝1.05 X mg/kg. 狗的剂量＝X mg/kg×70kg×0.32/12kg ＝1.87 X mg/kg.
第三节实验动物给药途径和方法 在动物实验中，为了观察药物对机能功能、代谢及形态引起的变化，常需将药物注入动物体内。给药的途径和方法是多种多样的，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型等情况确定。 一、皮下注射 注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有5（1/2）号针头的注射器刺入皮下。皮下注射部位一般狗、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿的内侧或小腹部；大白鼠可在侧下腹部。兔在背部或耳根部注射。蛙可在脊背部淋巴腔注射。 二、皮内注射 皮内注射时需将注射的局部脱去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连4(1/2)细针头，紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。 三、肌肉注射 肌肉注射应选肌肉发达，无大血管通过的部位，一般多选臀部。注射时垂直迅速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可进行注射。给小白鼠、大白鼠等小动物作肌肉注射时，用左手抓住鼠两耳和头部皮肤，右手取连有5（1/2）针头的注射器，将针头刺入大腿外侧肌肉，将药液注入。 四、腹腔注射 用大、小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左（或右）下腹部刺入皮下，使针头向前推 0.5～1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液（图2-5），为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。若实验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。 图2-5小鼠腹腔注射方法 五、静脉注射 （一）兔兔耳部血管分布清晰。兔耳中央为动脉，耳外缘为静脉。内缘静脉深不易固定，故不用。外缘静脉表浅易固定，常用。先拔去注射部位的被毛，用手指弹动或轻揉兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器连6号针头尽量从静脉的远端刺入，移动拇指于针头上以固定针头，放开食指
A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood,Including Routes and Volumes 良好的实验动物给药和采血(包括途径和体积)规范指南 Karl-Heinz Diehl1, Robin Hull2, David Morton3, Rudolf Pfister4, Yvon Rabemampianina5, David Smith6,*, Jean-Marc Vidal7 and Cor van de Vorstenbosch 8 1Aventis, PO Box 1140, D35001 Marburg, Germany 德国马尔堡市35001区1140信箱安万特公司 2N I B S C, Blanch Lane, South Miimms, Potters Bar, Hertfordshire EN6 3QG 英国赫特福德郡EN6 3QG波特斯巴镇South Miimms布兰奇道英国国家生物制品检定所 3The University of Birmingham, Medical School, Edgbaston, Birmingham B15 2TT 英国伯明翰市B15 2TT艾吉马斯顿伯明翰大学医学院 4Novartis Pharma AG, CH-4002 Basel, Switzerland 瑞士巴塞尔CH-4002诺华制药公司 5Centre de Recherche Pfizer, Etablissement d’Amboise, Z1 Poce′-sur-Cisse-BP 159 37401 Amboise Cedex, France 法国Amboise Cedex Z1 Poce′-sur-Cisse-BP 159 37401 Etablissement d’Amboise 辉瑞研究中心 6AstraZeneca R&D Charnwood, Bakewell Road, Loughborough, Leics LE11 5RH 英国莱斯特郡LE11 5RH拉夫堡市贝克韦尔路Charnwood阿斯利康研究中心 7Aventis, 102 Route de Noisy, 95235 Romainville Ce′dex, France 法国Romainville Ce′dex 95235 Noisy路102号安万特公司 8N V Organon, PO Box 20, 5340 BH Oss, Netherlands 荷兰BH Oss5340 20号信箱欧加农公司 Key words: blood volumes; blood removal; administration substances; laboratory animals; refinement. 关键词：血容量；采血；给药；实验动物；简化 This article is the result of an initiative between the European Federation of Pharmaceutical Industries Associations (EFPIA) and the European Centre for the Validation of Alternative Methods (ECVAM).Its objectives are to provide the researcher in the safety evaluation laboratory with an up-to-date, easyto-use set of data sheets to aid in the study design process whilst at the same time affording maximum welfare considerations to the experimental animals. 该文章为欧盟制药工业协会(EFPIA)和欧洲替代动物实验方法验证中心(ECVAM)之间的初步结果。其目的在于为安全性评价实验室的研究者提供最新的易于使用的数据库以帮助研究设计过程，同时最大可能地考虑到实验动物的福利。
实验动物手术基本操作技术 1. 动物实验手术常用的器械或设备 手术刀:准备不同型号的手术刀和手术刀柄。用于切开皮肤和脏器。 外科剪:准备直剪和弯剪。用于软组织剪断和组织分离。 手术镊:准备有齿镊和无齿镊。用于挟持皮肤、筋膜、肌腱等较坚硬组织或血管、神经、黏膜等脆弱组织。 止血钳:准备直、弯、蚊三种。用于夹住浅层血管止血或分离组织、牵引缝线等,或者夹住深部组织或内脏的血管出血点或者用于精细的止血和组织分离。 注射器:准备不同容量的注射器。用于补充麻醉或药物注射。 持针钳:用于缝合致密组织或深部组织。 缝合针:准备不同长短、粗细、弯度、针尖圆形或菱形的缝合针。 用于缝合不同的组织。 缝合线:准备丝线、肠线、金属线等不同种类缝合线。用于不同组织的缝合。 医用监护仪:准备呼吸、心跳、脉搏、血压及温度等医用监护仪。用于手术的操作监护。 医用气体:准备氧气、压缩空气、二氧化碳等医用气体。用于动物实验手术的应急需要。 2.动物实验手术器械的消毒方法 消毒对于防止手术伤口感染和保证伤口愈合极为重要,可以减少手术并发症和提高手术愈合效果,主要包括手术环境和手术器械的消毒。其中手术器械的消毒方法如下。 煮沸法:该法适合于金属、玻璃器械、缝合材料或橡皮手套等的灭菌,一般煮沸时间为20～30min。注意金属器械应在沸水时放入以防生锈,玻璃器械应在冷水时放入以防爆炸。 高压蒸汽灭菌法:该法适合于布类、敷料、手术衣帽及器械的灭菌, 灭菌条件为121OC、15min 。注意敷料包装应松紧适宜,待冷却后取出。 化学药品消毒法:主要的化学消毒液灭菌流程有三合液(甲醛2Oml+碳酸钠15g+石碳酸3g+蒸馏水100Oml)浸泡30min;新洁尔灭溶液(0.1%新洁尔灭100Oml+亚硝酸钠5g)浸泡1h;酒精溶液(70%酒精)浸泡1h;来苏水溶液(3～5%)浸泡1h；石炭酸(3%)浸泡1h;福尔马林(2%主要用于缝合线的消毒)浸泡30min;酒精溶液(75%主要用于缝合线的消毒)浸泡30min。 3.动物手术部位的消毒 实验动物手术部位处理一般包括除毛、皮肤消毒、手术部位隔离三个步骤。消毒顺序为:除毛→2%来苏水洗刷手术部位皮肤及周围皮肤→灭菌纱布擦干→70%酒精脱脂→5%碘酊擦抹→75%酒精脱碘→手术部位隔离→手术。 4. 手术人员手臂的消毒
给药途径对药物作用的影响 一、实验目的 1.观察不同给药途径对药物作用的快慢和强弱的影响； 2.学习小白鼠不同途径的给药方法。 二、实验原理 采用不同的给药途径，会使药物发挥不同的作用，口服硫酸镁可导泻和利胆，注射则产生止痉、镇静和降低颅内压。 三、实验动物 小白鼠 四、实验药品及器材 1.器材：1ML注射器四副，灌胃针头一个，天枰一台，250ML烧杯4个。 2.药物：10%硫酸镁。 五、实验方法 1.取体重相近的小白鼠2只，甲鼠腹腔注射10%硫酸镁溶液0.6ML。 2.乙鼠口服（灌胃）10%硫酸镁溶液0.6ML。 3.观察并比较两只鼠的不同现象。 六、实验结果 七、结果分析 硫酸镁可因给药途径不同而产生不同的药理作用，硫酸镁腹腔注射给药时，会抑制中枢及外周神经系统，使骨骼肌、心肌、血管平滑肌松弛，从而发挥肌松作用和降压作用；而硫酸镁灌胃时，肠道很少吸收增加肠容积而促进肠道推进性蠕动，产生泻下作用，故甲鼠出现肌张力明显减弱，处于安静状态，乙鼠则出现轻微腹泻的现象。 八、实验结论
给药途径不同所产生药物作用的快慢和强弱不同，硫酸镁腹腔注射使肌松弛，灌胃则出现轻微腹泻。 九、思考题 1.给药途径不同，一般情况下对药物的作用产生什么影响？在哪些情况下可使药物的作用产生质的差异？ 不同给药途径的药物吸收速度不同，一般规律是静脉注射＞（快于）吸入＞肌肉注射＞皮下注射＞口服＞直肠＞贴皮。如静脉注射，药物直接入血可立即生效，用于急救、昏迷病人；剂量易控制；刺激性药物可稀释后静注；大量注射时可静滴。缺点为较易产生不良反应；要求技术熟练。不同给药途径因吸收、分布方面产生的差异，影响药物的作用强度，甚至产生质的差异，如硫酸镁口服导泻，而肌注可产生中枢神经系统的抑制作用，用于抗惊厥。为此，临床应按照病情、治疗需求和药物特性，选用合适的给药途径。 口服有首过消除效应，注射没有，所以生物利用率有区别，会有量的差异。 而体内再分布或作用有明显靶向性的药物，使药物体内分布不均，不同受体，作用不同，会有质的差异。 2.给药途径不同时，药物的作用为什么有的会出现质的差异，有的会出现量的不同。 有的药物口服有首关消除效应，注射则没有所以生物利用率有所区别，因此出现量的不同；而体内再分布或作用有明显靶向性的药物，使药物体内分布不均，不同受体，作用不同，故会有质的差异。
K2MG-E《专业技术人员绩效管理与业务能力提升》练习与答案 一．经口给药法 (一)灌胃法 此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的·种常用给药法。 1．鼠类：鼠类的灌胃器由特殊的灌胃针构成。左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的右U角中，插入口中，沿咽后壁慢慢插入食道，使其前端到达膈肌位置，灌胃針插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，以免损伤、穿破食道或误入气管。 2．兔、犬等：灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间。然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。 (二)口服法 口服给药是把药物混入饲料或溶干饮水中让动物自由摄取。此法优点是简单方便，缺点是剂量不能保证准确，且动物个体间服药量差异较大。大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时，可将药物用镊子或手指送到舌根部，迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高，使其自然吞咽。 二、注射给药法 (一)皮下注射 皮卜注射一般选取皮下组织疏松的部位，大鼠、小鼠和豚鼠可在颈后肩胛问、腹部两侧作皮下注射；家兔可在背部或耳根部作皮卜注射；猫、犬则在大腿外侧作皮下注射。皮下注射用左手拇指和食指轻轻提起动物皮肤，
右手持注射器，使针头水平刺入皮下。推送药液时注射部位隆起。拨针时，以手指捏住针刺部位，可防止药液外漏。 (二)肌肉注射 肌肉注射一般选肌肉发达，无大血管通过的部位。大鼠、小鼠、豚鼠可注射大腿外侧肌肉；家兔可在腰椎旁的肌肉、臀部或股部肌肉注射；犬等大型动物选臀部注射。注射时针头宜斜刺迅速人肌肉，回抽针栓如无回血，即可注射。 (三)腹腔注射 给大鼠、小鼠进行腹腔注射时，以左手固定动物，使腹部向上，为避免伤及内脏，应尽量使动物头处于低位，使内脏移向上腹，右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。免、犬等动物腹腔注射时，可由助手固定动物，使其腹部朝上，实验者即可进行操作。注射位置为：家兔下腹部近腹白线左右两侧1cm处，犬脐后腹白线两侧边1—2cm处进行腹腔注射。 (四)静脉注射 1、大鼠和小鼠：常采用尾静脉注射。注射时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内，尾部用45—50℃的温水浸润几分钟或用75％酒精棉球反复擦拭使血管扩张，并使表皮角质软化。以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，用中指从下面托起鼠，右手持注射器，使针头尽量采取与尾部平行的角度进针，从尾末端处刺入，注入药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，注射后把尾部向注射侧弯曲，或拔针后随即以干棉球按住注射部位以止血。 2、豚鼠：可采用前肢皮下头静脉、后肢小隐静脉注射或耳缘静脉注射。
实验动物给药量的确定 观察一种药物对实验动物的作用时，一个重要的问题就是给动物用多大的剂量较合适。剂量太小，作用不明显，剂量太大，又可能引起动物中毒致死。可以按下述方法确定剂量： 1. 先用少量小鼠粗略地探索中毒剂量或致死剂量,然后用小于中毒量的剂量，或取致死量的若干分之一作为应用剂量，一般可取1/10～1/5。 2. 植物药粗制剂的剂量多按生药折算。 3. 化学药品可参考化学结构相似的已知药物，特别是化学结构和作用都相似的剂量。 4. 确定剂量后，如第一次用药的作用不明显，动物也没有中毒的表现,可以加大剂量再次实验。如出现中毒现象，作用也明显，则应降低剂量再次实验。在一般情况下，在适宜的剂量范围内，药物的作用常随剂量的加大而增强。所以有条件时，最好同时用几个剂量作实验，以便迅速获得关于药物作用的较完整的资料。如实验结果出现剂量与作用强度之间毫无规律时，则更应慎重分析。 5. 用大动物进行实验时，防止动物中毒死亡,开始的剂量可采用鼠类的1/15～1/2,以后可根据动物的反应调整剂量。 6. 确定动物给药剂量时，要考虑给药动物的年龄大小和体质强弱。一般说确定的给药剂量是指成年动物的，如是幼龄动物，剂量应减小。如以狗为例：6 个月以上的狗给药剂量为 1 份时，3～6 个月的给1/2 份，45～89 日的给1/4 份，20～44 日的给1/8 份，10～19日的给1/16份。 7. 确定动物给药剂量时，要考虑因给药途径不同，所用剂量也不同。以口服量为100时，皮下注射量为30～50，肌肉注射量为20～30，静脉注射量为25。 二、人与动物的用药量换算方法 人与动物对同一药物耐受性不同，一般动物的耐受性要比人大，单位体重的用药量动物比人要高。必须将人的用药量换算成动物的用药量。一般可按下列比例换算： 人用药量： 1 小鼠、大鼠：50～100 兔、豚鼠：15～20 狗、猫：5～10 以上系按单位体重口服用药量换算。如给药途径为静脉、皮下、腹腔注射，换算比例应适 当减小些。