动物实验基本技术
(一)耳缘切口采血：先将豚鼠耳消毒,用刀片沿血管方向割破耳缘,切口约长0.5cm,在切口边缘涂上20％的柠檬酸钠溶液，防治血凝，则血可自切口处流出。此法采血每次可采0.5ml。
(二)背中足静脉采血：固定豚鼠，将其右或左后肢膝关节伸直，脚背消毒，找出足静脉，左手拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手将注射针刺入静脉，拔针后立即出血。
(三)心脏采血：用手二、豚鼠采血方法
指触摸，选择心跳最明显的部位，把注射针刺入心脏，血液即流入针管。心脏采血时所用的针头应细长些，以免发生采血后穿刺孔出血。
三、兔的采血方法
(一)耳缘静脉采血：将兔固定,拔去耳缘静脉局部的被毛，消毒，用手指轻弹兔耳,使静脉扩张，用针头刺耳缘静脉末端,或用刀片沿血管方向割破一小切口,血液即流出。本法为兔最常用的采血方法，可多次重复使用。
(二)耳中央动脉采血：在兔耳中央有一条较粗的、颜色较鲜红的中央动脉。用左手固定兔耳，右手持注射器，在中央动脉的末端，沿着与动脉平行的向心方向刺入动脉，即可见血液进入针管。由于兔耳中央动脉容易痉挛，故抽血前必须让兔耳充分充血，采血时动作要迅速。采血所用针头不要太细，一般用6号针头，针刺部位从中央动脉末端开始，不要在近耳根部采血。
(三)颈静脉采血：方法同小鼠、大鼠的颈静脉采血。
(四)心脏采血：使家兔仰卧，穿刺部位在第三肋间胸骨左缘3mm处，针头刺入心脏后，持针手可感觉到兔心脏有节律的跳动。此时如还抽不到血，可以前后进退调节针头的位置，注意切不可使针头在胸腔内左右摆动，以防弄伤兔的心、肺。
四、狗的采血方法
(一)后肢外侧小隐静脉采血：后肢外侧小隐静脉位于后肢胫部下三分之一的外侧浅表皮下，由前侧方向后行走。采血时，将动物固定，局部剪毛、消毒，采血者左手紧握剪毛区上部或扎紧止血带，使下部静脉充血，右手用连有6号或7号针头的注射器刺入静脉，左手放松，已适当速度抽血即可。
(二)前肢背侧皮下头静脉采血：前肢背侧皮下头静脉位于前脚爪的上方背侧的正前位。采血方法同上
(三)颈静脉采血：前两种方法需技术熟练,且不适于连续采血。大量或连续采血时,可采用颈静脉采血，方法同小鼠、大鼠的颈静脉采血方法。
(四)股动脉采血：本法为采取动脉血最常用的方法。操作简便，稍加训练的狗，在清醒状态下将狗卧位固定于狗解剖台上。伸展后肢向外伸直，暴露腹股沟三角动脉搏动的部位，剪毛、消毒，左手中指、食指探模股动脉跳动部位，并固定好血管，右手取连有5号半针头的注射器，针头由动脉跳动处直接刺入血管，若刺入动脉一般可见鲜红血液流入注射器，有时还需微微转动一下针头或上下移动一下针头，方见鲜红血液流入。有时可能刺入静脉，必须重抽。抽血毕，迅速拔出针头，用干药棉压迫止血2-3分钟。
第六节实验动物各种体液、骨髓的采集方法
一、消化液的采集
(一) 唾液
1. 直接抽取法在急性实验中，可用吸管直接插入动物口腔或唾液腺导管抽吸唾液，此法非常简单，但从口腔抽吸唾液会有杂质混入。
2. 制造腮腺瘘法在慢性实验中,收集狗的唾液，要用外科手术方法将腮腺导管开口移向体外，即以腮腺导管为中心，切成一直径约2～3cm的圆形粘膜片，将此粘膜片，与周围组织分开，穿过皮肤切口引到颊外,将带有导管开口的粘膜片与周围的皮肤缝合,腮腺分泌的唾液就流出颊外。这种方法可以收集到较纯净的唾液。
(二)胃液
1. 直接收集胃液法急性实验时，先将动物麻醉，将插胃管经口插入胃内,在灌胃管的出口连一注射器，用此注射器可收集到胃液,此法适用于狗等大型动物。如是大鼠,需手术剖腹，从幽门端向胃内插入一塑料管，
再由口腔经食道将一塑料管插入前胃，用pH7.5、35℃左右的生理盐水，以12ml/h的流速灌胃，收集流出液，进行分析。
2. 制备胃瘘法在慢性实验中,收集胃液多用胃瘘法,如全胃瘘法、巴氏小胃瘘法、海氏小胃瘘法等。制备小胃是将动物的胃分离出一小部分，缝合起来形成小胃，主胃与小胃互不相通，主胃进行正常消化，从小胃可收集到纯净的胃液。应用该法，可以待动物恢复健康后，在动物清醒状态下反复采集胃液。
(三)胰液和胆汁
在动物实验中，主要是通过对胰总管和胆总管的插管而获得胰液或胆汁。狗的胰总管开口于十二指肠降部，在紧*肠壁处切开胰管，结扎固定并与导管相连，即可见无色的胰液流入导管。大鼠的胰管与胆管汇集于一个总管，在其入肠处插管固定，并在近肝门处结扎和另行插管，可分别收集到胰液和胆汁。
有时也可通过制备胰瘘和胆囊瘘来获得胰液和胆汁。
四、脑脊液的采集
(一)狗、兔脑脊液的采集通常采取脊髓穿刺法：穿刺部位在两髂连线中点稍下方第七腰椎间隙。动物轻度麻醉后，侧卧位固定，使头部及尾部向腰部尽量弯曲，剪去第七腰椎周围的被毛。消毒后操作者在动物背部用左手姆、食指固定穿刺部位的皮肤，右手持腰穿刺针垂直刺入，当有落空感及动物的后肢跳动时，表明针已达椎管内( 蛛网膜下腔)，抽去针芯,即见脑脊液流出。如果无脑脊液流出，可能是没有刺破蛛网膜。轻轻调节进针方向及角度，如果脑脊液流的太快，插入针芯稍加阻塞，以免导致颅内压突然下降而形成脑疝。
(二)大鼠脑脊液的采集可采用枕大孔直接穿刺法
在大鼠麻醉后，头部固定于定向仪上。头颈部剪毛、消毒，用手术刀沿纵轴切一纵行切口(约2cm）用剪刀钝性分离颈部背侧肌肉。为避免出血，最深层附着在骨上的肌肉用手术刀背刮开，暴露出枕骨大孔。由枕骨大孔进针直接抽取脑脊液。抽取完毕逢好外层肌肉、皮肤。刀口处可撒些磺胺药粉，防止感染。采完脑脊液后，应注入等量的消毒生理盐水，以保持原来脑脊髓腔的压力。
五、尿液的采集
常用的采集方法较多，一般在实验前需给动物灌服一定量的水。
(一)代谢笼法：此法较常用，适用于大、小鼠。将动物放在特制的笼内。动物排便时，可以通过笼子底部的大小便分离漏斗将尿液与粪便分开，达到采集尿液的目的。
由于大、小鼠尿量较少，操作中的损失和蒸发，各鼠膀胱排空不一致等原因，都可造成较大的误差，因此一般需收集5小时以上的尿液，最后取平均值。
(二)导尿法：常用于雄性兔、狗。动物轻度麻醉后，固定于手术台上。由尿道插入导尿管(顶端应用液体石蜡涂抹)，可以采到没有受到污染的尿液。
(三)压迫膀胱法：在实验研究中，有时为了某种实验目的，要求间隔一定的时间，收集一次尿液，以观察药物的排泄情况。动物轻度麻醉后，实验人员用手在动物下腹部加压，手要轻柔而有力。当加的压力足以使动物膀胱括约肌松驰时，尿液会自动由尿道排出。此法适用于兔、狗等较大动物。
(四)输尿管插管法：动物麻醉后，固定于手术台上。剪毛、消毒，于耻骨联合上缘之上在正中线做皮肤切口(长约3～4cm),沿腹中线切开腹壁及腹膜,找到膀胱翻出腹外。辨认清楚输尿管进入膀胱背侧的部位(膀胱三角)后，细心地分离出两侧输尿管，分别在*近膀胱处穿线结扎。在离此结扎点约2cm 处的输尿管近肾段下方穿一根丝线。用眼科剪在管壁上剪一斜向肾侧的小切口，分别插入充满生理盐水的细塑料管( 插入端剪成斜面)，用留置的线结扎固定。可见到尿滴从插管中流出( 头几滴是生理盐水)，塑料管的另一端与带刻度的容器相连或接在记滴器上，以便记录尿量。在适用过程中应经常活动一下输尿管插管，以防阻塞。在切口和膀胱处应盖上温湿的生理盐水纱布。
(五)膀胱插管法：腹部手术同输尿管插管。将膀胱翻出腹外后，用丝线结扎膀胱颈部，阻断它同尿道的通路。然后在膀胱顶部避开血管剪一小口，插入膀胱漏斗，用丝线做以荷包缝合固定。漏斗最好正对着输尿管的入口处。注意不要紧贴膀胱后壁而堵塞输尿管。下端接橡皮管插入带刻度的容器内以收集尿液。
(六)穿刺膀胱法：动物麻醉后固定于手术台上，在耻骨联合之上腹正中线剪毛，消毒后进行穿刺，入皮后针头应稍改变一下角度，以避免穿刺后漏尿。
(七)剖腹采尿法：同穿刺法做术前准备，皮肤准备范围应大一点。剖腹暴露膀胱，操作者的左手用无齿小平镊夹住一小部分膀胱，右手持针在小镊夹住的膀胱部位直视穿刺抽取尿液。可避免针头贴在膀胱壁上而抽不出尿液。
(八)反射排尿法：适用于小鼠，因小鼠被人抓住尾巴提起时排便反射比较明显。故需采取少量尿液时，可提起小鼠，将排出的尿液接到带刻度的容器内。
六、精液的采集
(一)人工阴道采集精液(semen)：体型较大的动物，如狗、猪、羊等,可用一专门的人工阴道套在发情的雄性动物阴茎上，采集精液。也可将人工阴道置入雌性动物的阴道内，待动物交配完毕后，取出人工阴道采集精液。还可将人工阴道固定在雌性动物外生殖器附近，雄性动物阴茎开始插入时,立即将其阴茎移入人工阴道内，待其射精完毕后,采集人工阴道内的精液。
(二)阴道栓采集精液：大小鼠雌雄交配后，24小时内可在雌性动物阴道口出现白色透明的阴道栓，这是雄鼠的精液和雌鼠阴道分泌液在阴道内凝固而成的，取阴道栓涂片染色可观察到凝固的精液。
(三)其它采集精液法：将发情的雌性动物放在雄性动物一起，当雄性动物被刺激发情后，立即将雄性动物分开，再用人工法刺激其射精。也可按摩雄性动物的生殖器或用电刺激其发情中枢或性敏感区，使其射精。
七、阴道内液体的采集
(一)棉拭子法：用消毒棉拭子旋转插入动物阴道内，然后在阴道内轻轻转动几下后取出，即可进行涂片镜检。有的适用如大、小鼠等，阴道液较少，取其阴道液时，可用先浸湿后又挤尽无菌生理盐水的棉拭子取阴道液,这种棉拭子比干棉拭子容易插入阴道。对体型较大的实验动物，也可先按摩或刺激其阴部，而后再采集其阴道液。
(二)滴管法：用消毒的钝头滴管吸取少量的无菌生理盐水插入动物阴道内，然后挤出生理盐水后又吸入，反复几次，吸取阴道冲洗液滴于玻片上制片、染色镜检。
(三)刮取法：用光滑的玻璃小勺或牛角制的小刮片慢慢插入阴道内，在阴道壁轻轻刮取一点阴道内含物，进行涂片镜检。
八、胸水的采集
收集胸水常采用穿刺法。如果实验不要求动物继续存活，也可用处死动物剖胸取胸水。穿刺部位在动物脊侧腋后线胸壁第11～12肋间隙穿刺较安全。此部位是肺最下界之外侧，既可避免损伤肺组织造成气胸，又易采集在隔肋窦的胸水。此外，也可在腹侧胸壁近胸骨左侧缘第4～5肋间隙穿刺。
动物穿刺部位剪毛、消毒，操作者左手拇、食指绷紧肋间穿刺部位的皮肤，用带夹的橡皮管套上12～14号针头，沿肋骨前缘小心地垂直刺入。当有阻力消失或落空感时，表示已穿入胸腔。再接上针管，除去夹子，缓缓抽取胸水。如果有条件在穿刺针头与注射器之间连一个三通管，但应注意正确运用三通管。穿刺结束迅速拔出针头，轻揉穿刺部位，促进针孔闭合并注意消毒。
操作中严防空气进入胸腔，始终保持胸腔负压。穿刺应用手控制针头的深度，以防穿刺过深刺伤肺脏。九、腹水的采集
抽取狗等大动物腹水，让狗按自然站立位固定，穿刺部位在耻骨前缘与脐之间，腹中线两侧。剪毛消毒，局部浸润麻醉。操作者左手姆、食指紧绷穿刺部位的皮肤，右手控制穿刺深度做垂直穿刺。注意不可刺的太深，以免刺伤内脏。穿刺针进入腹腔后，腹水多时可见因腹压高而自动流出。腹水太少可轻轻回抽，并同时稍稍转动一下针头，一旦有腹水流出，立即固定好针头及注射器的位置连续抽取。
抽取大鼠、小鼠的腹水方法简单，用左手拇指及食指捏住动物颈部皮肤，无名指、小手指及手掌夹住其尾巴固定好动物，使其腹部略朝上，在腹股沟和腹中线之间，消毒皮肤,用8号针头刺入腹腔,如腹压高腹水自然流出，如腹水太少，可借助注射器抽取。抽腹水时注意不可速度太快，腹水多时不要一次大量抽出，以免因腹压突然下降导致动物出现循环功能障碍等问题。
十、骨髓的采集
1. 大鼠、小鼠骨髓的采集：用颈椎脱臼法处死动物,剥离出胸骨或股骨，用注射器吸取少量的Hank平衡盐
溶液，冲洗出胸骨或股骨中全部骨髓液。如果是取少量的骨髓作检查，可将胸骨或股骨剪断，将其断面的
骨髓挤在有稀释液的玻片上，混匀后涂片凉干即可染色检查。
2. 大动物骨髓的采集：狗等大动物骨髓的采集可采取活体穿刺方法。先将动物麻醉、固定、局部除毛、
消毒皮肤，然后估计好皮肤到骨髓的距离，把骨髓穿刺针的长度固定好。操作人员用左手把穿刺点周围的
皮肤绷紧，右手将穿刺针在穿刺点垂直刺入，穿入固定后，轻轻左右旋转将穿刺针钻入，当穿刺针进入骨
髓腔时常有落空感。狗骨髓的采集，一般采用髂骨穿刺。
狗等大动物常用的骨髓穿刺点：胸骨：穿刺部位是胸骨体与胸骨柄连接处。肋骨：穿刺部位是第5～7肋骨
各点的中点。胫骨：穿刺部位是股骨内侧、*下端的凹面处。如果穿刺采用的是肋骨，穿刺结束后要用胶布
封贴穿刺孔，防止发生气胸。
医学实验动物管理实施细则
（１９９８年１月２５日卫生部令第５５号发布）
第一章总则
第一条为加强全国医学实验动物的科学管理，保证医学实验动物的质量和医学动物实验水平，适应科学研究、教学、医疗、生产的需要，根据国家《实验动物管理条例》制定本细则。
第二条卫生部主管全国医学实验动物管理工作；卫生部医学实验动物管理委员会在卫生部领导下负责具体实施。
省、自治区、直辖市卫生厅（局）主管本辖区的医学实验动物管理工作。省、自治区、直辖市医学实验动物管理委员会在卫生厅（局）领导下负责具体实施。
第三条本细则所称医学实验动物是指来源清楚（遗传背景及微生物控制），用于科学研究、教学、医疗、生产、检定及其他科学实验的动物；医学实验动物管理工作包括对医学实验动物和动物实验的管理。
第四条本细则适用于从事医学实验动物生产和动物实验的单位和个人。
第五条卫生部实行医学实验动物合格证认可制度。实验动物合格证分为：医学实验动物合格证；医学实验动物环境设施合格证；医学实验动物技术人员岗位资格认可证。
第六条根据卫生部医学实验动物质量标准，医学实验动物和实验动物设施分为四级：一级为普通级；二级为清洁级；三级为无特定病原体（ＳＰＦ）级；四级为无菌级（包括悉生动物）。
第七条卫生部科研课题立项，科研成果鉴定，发表学术论文，研制新药、生物制品、保健食品、化妆品和由卫生部建立的卫生标准体系的申报单位、审批管理部门，应当严格按照本细则规定执行。将有无医学实验动物合格证书作为申报、审批的基本条件。
第二章医学实验动物的保种、引种、饲育和供应
第八条医学实验动物保种
（一）卫生部医学实验动物保种中心负责全国医学实验动物的保种和种用动物供应。
（二）卫生部医学实验动物保种中心须经卫生部考核认定批准。中心应具有符合医学实验动物级别要求的保种设施，有高、中级实动物科研人员，能够定期进行质量检测等基本条件。
（三）卫生部医学实验动物保种中心所提供的种用动物应当有保种单位负责人签发的标明品种品系、遗传背景、微生物控制的动物等级资料。
（四）卫生部医学实验动物保种中心有义务根据引种单位的情况提出引种的指导意见。
（五）卫生部医学实验动物保种中心应当定期向卫生部医学实验动物管理委员会通报全国医学实验动物保种及供应情况。
第九条医学实验动物引种
（一）种用实验动物由卫生部医学实验动物保种中心负责统一引进。单位及个人引进的种用实验动物应当报卫生部实验动物保种中心备案。
新发现的实验动物品系，应当向国际实验动物命名委员会申报，被认可后报卫生部实验动物保种中心备案。
（二）引进种用实验动物应当具备完整的品种、品系名称、遗传背景、微生物控制等有关资料。
（三）引种单位有义务向供种单位反馈引入种用动物的繁育和生产供应等有关资料。
第十条医学实验动物饲育
（一）从事医学实验动物饲育、生产供应的单位，应当取得当地省级相应医学实验动物管理委员会核发的《医学实验动物环境设施合格证书》和《医学实验动物合格证书》。
（二）医学实验动物饲育、生产人员应当持有《医学实验动物技术人员岗位资格认可证书》。
（三）医学实验动物饲育、生产供应单位必须建立严格的管理制度、操作规程，并有相应的监督保证措施。
第十一条医学实验动物生产供应单位提供的实验动物应当具有相应级别的合格证书，保证动物质量。
第三章医学动物实验的应用
第十二条医学实验与研究应当根据不同目的，选用相应合格的医学实验动物，并在合格的相应级别动物实验环境设施内进行。
普通实验动物（一级）只能用于教学实验和某些科研工作的预实验。卫生部级课题及研究生毕业论文等科研实验必须应用二级以上的实验动物。
第十三条从事医学动物实验和药品、生物制品、保健食品、化妆品等安全评价实验的单位，必须取得相应医学实验动物管理委员会颁发的《医学实验动物环境设施合格证书》。
第十四条进行动物实验的研究课题在进行动物实验前，应当向同级医学实验动物管理委员会提出研究报告，经专家论证后方可进行。
第十五条运输医学实验动物的器具应当安全可靠，符合微生物控制的等级要求，不得将不同品系、不同等级的动物混装。
第十六条进行各种动物实验时，应当按动物实验技术要求进行。要善待动物，手术时进行必要的无痛麻醉。
第四章医学实验动物检疫
第十七条引进医学实施动物，应当遵守《中华人民共和国进出境动植物检疫法》和《中华人民共和国进出境动植物检疫法实施条例》。不得从具有人畜共患传染病的疫区引进动物。
第十八条引进野生动物时，应当遵守《中华人民共和国野生动物保护法》。引进单位在原地进行检疫，确认无人畜共患病并取得当地卫生防疫部门的证明后方可引进。
第十九条实验动物发生异常死亡时，应及时查明原因并记录在案，分别情况，妥善处理。
（一）发生实验动物烈性传染病时，要立即逐级向有关医学实验动物管理委员会报告，并视具体情况立即采取相应必要的措施。
（二）发生人畜共患病时，除立即报有关医学实验动物管理委员会外，还必须立即报当地卫生防疫部门，采取紧急措施，防止疫情蔓延。对有关人员要进行严格检疫、监护和预防治疗。
（三）发生传染病流行时对饲养室内外环境要采取严格的消毒、杀虫、灭鼠措施。同时要封锁、隔离整个饲养区；解除隔离时应当经消毒、杀虫、灭鼠处理后，经检测无疫情发生和超过潜伏期后，方可对外开放。
第五章医学实验动物工作人员
第二十条医学实验动物生产、供应单位应当有适当比例的高级、中级和初级科研人员，各类人员都应遵守本细则及各项规章制度。
第二十一条凡从事医学实验动物饲育和动物试验工作的技术人员实行岗位资格认可制度。从事和参与医学实验动物工作的人员，必须掌握医学实验动物的基础知识，有关法律法规及各种规章制度，并取得《医学实验动物技术人员岗位资格认可证书》。
第二十二条对全国从事医学实验动物的饲养员、实验员根据国家劳动部、卫生部人事司对全国卫生系统实验动物饲养员、实验员晋级考核标准和对各类医学实验动物技术人员及技术工人的培训考核办法的要求，由有关人事部门和省级医学实验动物管理委员会负责实施。
第二十三条从事医学实验动物饲育和动物试验的工作人员有权享受相应的劳动保护和福利待遇。
第二十四条从事医学实验动物饲育和动物试验工作人员，应定期进行身体健康检查，发现患有传染病者，特别是人畜共患传染病者，应及时调换工作。
第六章医学实验动物监督管理和质量检测
第二十五条全国医学实验动物工作实行三级管理：卫生部医学实验动物管理委员会、省级医学实验动物管理委员会、单位医学实验动物管理委员会或小组。
第二十六条卫生部医学实验动物管理委员会主要职责是：
（一）在卫生部领导下，负责指导、协调和监督省、自治区、直辖市医学实验动物管理工作；
（二）在卫生部领导下，负责制定《医学实验动物标准》、《医学实验动物质量监测手册》、《医学实验动物合格证书》、《医学实验动物教学大纲》；
（三）对全国医学实验动物科学的发展、预测、评估、技术政策、组织协调等提供咨询；
（四）参与对卫生部医学实验动物和动物实验科研课题论证和科研成果评审。
第二十七条省、自治区、直辖市医学实验动物管理委员会在卫生厅（局）领导下，负责本辖区的医学实验动物管理工作：（一）受理本辖区卫生系统各单位对实验动物合格证书的申请；组织检查、验收、核发和收回证书；
（二）指导和监督本辖区内各单位医学实验动物管理委员会或小组业务工作；
（三）负责向卫生部医学实验动物管理委员会备案所核发的各类合格证书。
第二十八条各单位医学实验动物管理委员会或小组，负责本单位的实验动物管理工作：
（一）贯彻落实实验动物管理法规和各项规章制度；
（二）接受省级医学实验动物管理委员会的指导和监督检查；
（三）组织专家对医学动物实验课题进行论证；
（四）组织本单位从事医学实验动物和动物实验人员进行岗位技术培训。
第二十九条卫生部对医学实验动物质量实行两级管理制度：卫生部医学实验动物质量检测中心和省级医学实验动物质量检测中心。
（一）卫生部医学实验动物质量检测中心负责全国医学实验动物质量检测工作，不定期对医学实验动物进行抽检；对省级实验动物质量检测中心的工作进行业务指导和技术监督。
（二）省级医学实验动物质量检测中心负责本辖区医学实验动物质量检测工作。对辖区内医学实验动物和动物实验质量进行定期质量检测和抽查；接受卫生部医学实验物质量检测中心的业务指导和技术监督。
第三十条医学实验动物质量检测机构应当严格执行卫生部《医学实验动物标准》、《医学实验动物监测手册》，统一医学实验动物质量检测方法，保证质量检测的可靠性、准确性、可比性及公正性。
第七章奖励与处罚
第三十一条从事医学实验动物和动物实验珠单位和个人在工作中取得显著成绩的应给予表彰、奖励。
第三十二条应用不合格实验动物或在不合格的医学实验环境设施内进行的科学实验、鉴定或安全评价的结果无效。其研究成果不得上报，科研课题不能申请，论文不予发表，生产的产品不得使用。
第三十三条对违反本实施细则者，由卫生部或省级以上卫生行政部门视情节轻重予以警告，并责令限期改进。
第八章附则
第三十四条本细则由卫生部负责解释。
第三十五条本细则自发布之日起施行。
国家部分实验动物管理政策法规
1.实验动物管理条例
1988年经国务院批准发布，是我国第一部实验动物管理法规。该《条例》共8章、35条，从管理模式、实验动物饲育管理、检疫与传染控制、实验动物的应用、实验动物的进口与出口管理、实验动物工作人员以及奖惩等方面明确了国家管理准则，标志着我国实验动物管理工作开始纳入法制化管理轨道。
随着生命科学和生物高新技术的发展，为了适应新的科技形势的需要，2001年科技部立项，由中国实验动物学会承担修订《条例》的前期研究工作。
该研究报告提出的主要修改建议：1）对各级科技行政部门和其他有关部门的职责作了合理分工：科技部管理全国的实验动物工作，国务院各有关部门依其职责负责管理实验动物的相关工作；2）总则中明确规定实行许可证制度；3）新增实验动物福利和生物安全各一章。
2.实验动物质量管理办法
1999年12月11日，国家科学技术委员会与国家技术监督局联合发布了《实验动物质量管理办法》。该办法共五章、二十六条，对国家实验动物种子中心、实验动物生产和使用许可证、实验动物质量检测机构的管理做出了明确的规定。
该办法提出，全国实行统一的实验动物质量管理，执行统一的实验动物质量国家标准，为制定国家标准的执行行业或地方标准。
国家种子中心是一个网络体系，有个具体品种的实验动物种子中心共同组织，其重要任务是：引进、收集、保存实验动物新品种、新品系，为国内外用户提供能够标准的实验动物种子。
本办法首次从国家层面提出在我国实行实验动物许可证制度，规定实验动物生产繁育和商业性经营单位必须取得实验动物生产许可证，从事动物实验和利用实验动物生产药品、生物制品的单位必须取得实验动物使用许可证。
本办法将实验动物质量检测机构划分为国家级和省级管理。国家级实验动物质量检测机构设在实验动物遗传、微生物、寄生虫、营养、环境设施检测技术水平较高的单位，受国务院有关部门或有关地方科技部门领导，业务上接受国家科委的指导和监督。国家实验动物质量检测机构的主要任务是：开展实验动物及相关条件的检测方法、检测技术研究，培训实验动物质量检测人员，接受委托对省级实验动物质量检测服务和仲裁。省级实验动物质量检测机构主要从事实验动物质量检测服务，由所属部门管理。
3. 实验动物许可证管理办法（试行）
2001年，科技部联合卫生部、教育部、农业部、中医药管理局、解放军后勤部卫生部、国家质量监督检测检验总局共同制定并发布了《实验动物许可证管理办法（试行）》，在全国范围内大力推行实验动物许可证制度。结束了由于缺陷，形成了条块分割、多头管理的不利局面。
该《办法》共5章、23条、明确了许可证管理和发放的主体；规定了申请许可证条件、标准、审批、和发放程序等、强调了许可证的管理和监督。
2004年，该《办法》实施已达3年，在实施过程中积累了一些经验，也发现了一些不足，尤其是《行政许可法》颁布后，为适应《行政许可法》的要求，该《办法》有些内容急待修订。为此，科技部立项，由北京市实验动物管理办公室承担修订的前期研究工作。
2005年5－7月课题组分别在南京、广州和沈阳分三个区片召开了全国研讨会，广泛征求全国各省市有关部门和专家对征求意见稿的意见和建议。
项目执行过程中召开各种类型、大小规模会议30余次，征求科研院所、高等院校、卫生系统、医药系统、军队系统、各省市科技行政部门和企业等的专家、教授及管理人员250余人，提出了近200条的意见和建议。
该《办法》修订的主要建议：1）进一步明确科技部和省市科技厅在许可证管理上的职责与分工；科技部负责全国实验动物许可证的管理工作；各省级科技行政部门负责本行政区域内实验动物许可证的审批、发放和监督管理工作。2）增加许可证管理过程中各环节的监督管理要求，强调了科技部对各省许可证管理的监督检查职责。3）修改许可证审批时限和程序，与《行政许可法》的规定一致。
实验动物管理条例
一九八八年一月三十一日中华人民共和国国务院批准
一九八八年十一月一四日国家科学技术委员会第2号令发布施行
第一章总则
第一条为了加强实验动物的管理工作，保证实验动物质量，适应科学研究、经济建设和社会发展的需要，制定本条例。
第二条本条例所称实验动物，是指经人工饲育，对其携带的微生物实行控制，遗传背景明确或者来源清楚的，用于科学研究、教学、生产、检定以及其他科学实验的动物。
第三条本条例适用于从事实验动物的研究、保种、饲育、供应、应用、管理和监督的单位和个人。
第四条实验动物的管理，应当遵循统一规划、合理分工，有利于促进实验动物科学研究和应用的原则。
第五条国家科学技术委员会主管全国实验动物工作。
省、自治区、直辖市科学技术委员会主管本地区的实验动物工作。
国务院各有关部门负责管理本部门的实验动物工作。
第六条国家实行实验动物的质量监督和质量合格认证制度。具体办法由国家科学技术委员会另行制定。
第七条实验动物遗传学、微生物学、营养学和饲育环境等方面的国家标准由国家技术监督局制定。
第二章实验动物的饲育管理
第八条从事实验动物饲育工作的单位，必须根据遗传学、微生物学、营养学和饲育环境方面的标准，定期对实验动物进行质量监测。各项作业过程和监测数据应有完整、准确的记录，并建立统计报告制度。
第九条实验动物的饲育室、实验室应设在不同区域，并进行严格隔离。
实验动物饲育室、实验室要有科学的管理制度和操作规程。
第十条实验动物的保种、饲育应采用国内或国外认可的品种、品系，并持有效的合格证书。
第十一条实验动物必须按照不同来源，不同品种、品系和不同的实验目的，分开饲养。
第十二条实验动物分为四级：一级，普通动物；二级，清洁动物；三级，无特定病原体动物；四级，无菌动物。
对不同等级的实验动物，应当按照相应的微生物控制标准进行管理。
第十三条实验动物必须饲喂质量合格的全价饲料。霉烂、变质、虫蛀、污染的饲料，不得用于饲喂实验动物。直接用作饲料的蔬菜、水果等，要经过清洗消毒，并保持新鲜。
第十四条一级实验动物的饮水，应当符合城市生活饮水的卫生标准。二、三、四级实验动物的饮水，应当符合城市生活饮水的卫生标准并经灭菌处理。
第十五条实验动物的垫料应当按照不同等级实验动物的需要，进行相应处理，达到清洁、干燥、吸水、无毒、无虫、无感染源、无污染。
第三章实验动物的检疫和传染病控制
第十六条对引入的实验动物，必须进行隔离检疫。
为补充种源或开发新品种而捕捉的野生动物，必须在当地进行隔离检疫，并取得动物检疫部门出具的证明。野生动物运抵实验动物处所，需经再次检疫，方可进入实验动物饲育室。
第十七条对必须进行预防接种的实验动物，应当根据实验要求或者按照《家畜家禽防疫条例》的有关规定，进行预防接种，但用
作生物制品原料的实验动物除外。
第十八条实验动物患病死亡的，应当及时查明原因，妥善处理，并记录在案。
实验动物患有传染性疾病的，必须立即视情况分别予以销毁或者隔离治疗。对可能被传染的实验动物，进行紧急预防接种，对饲育室内外可能被污染的区域采取严格消毒措施，并报告上级实验动物管理部门和当地动物检疫、卫生防疫单位，采取紧急预防措施，防止疫病蔓延。
第四章实验动物的应用
第十九条应用实验动物应当根据不同的实验目的，选用相应的合格实验动物。申报科研课题和鉴定科研成果，应当把应用合格实验动物作为基本条件。应用不合格实验动物取得的检定或者安全评价结果无效，所生产的制品不得使用。
第二十条供应用的实验动物应当具备下列完整的资料：
（一）品种、品系及亚系的确切名称；（二）遗传背景或其来源；
（三）微生物检测状况；（四）合格证书；（五）饲育单位负责人签名。
无上述资料的实验动物不得应用。
第二十一条实验动物的运输工作应当有专人负责。实验动物的装运工具应当安全、可靠。不得将不同品种、品系或者不同等级的实验动物混合装运。
第五章实验动物的进口与出口管理
第二十二条从国外进口作为原种的实验动物，应附有饲育单位负责人签发的品系和亚系名称以及遗传和微生物状况等资料。
无上述资料的实验动物不得进口和应用。
第二十三条实验动物工作单位从国外进口实验动物原种，必须向国家科学技术委员会指定的保种、育种和质量监控单位登记。
第二十四条出口实验动物，必须报国家科学技术委员会审批，经批准后，方可办理出口手续。
出口应用国家重点保护的野生动物物种开发的实验动物，必须按照国家的有关规定，取得出口许可证后，方可办理出口手续。
第二十五条进口、出口实验动物的检疫工作，按照《中华人民共和国进出口动植物检疫条例》的规定办理。
第六章从事实验动物工作的人员
第二十六条实验动物工作单位应当根据需要，配备科技人员和经过专业培训的饲育人员。各类人员都要遵守实验动物饲育管理的各项制度，熟悉、掌握操作规程。
第二十七条地方各级实验动物工作的主管部门，对从事实验动物工作的各类人员，应当逐步实行资格认可制度。
第二十八条实验动物工作单位对直接接触实验动物的工作人员，必须定期组织体格检查。对患有传染性疾病，不宜承担所做工作的人员，应当及时调换工作。
第二十九条从事实验动物工作的人员对实验动物必须爱护，不得戏弄或虐待。
第七章奖励与处罚
第三十条对长期从事实验动物饲育管理，取得显著成绩的单位或者个人，由管理实验动物工作的部门给予表彰或奖励。
第三十一条对违反本条例规定的单位，由管理实验动物工作的部门视情节轻重，分别给予警告、限期改进、责令关闭的行政处罚。
第三十二条对违反本条例规定的有关工作人员，由其所在单位视情节轻重，根据国家有关规定，给予行政处分。
第八章附则
第三十三条省、自治区、直辖市人民政府和国务院有关部门，可以根据本条例，结合具体情况，制定实施办法。军队系统的实验动物管理工作参照本条例执行。
第三十四条本条例由国家科学技术委员会负责解释。
第三十五条本条例自发布之日起施行。
动物实验技术 第六章动物实验基本操作技术 第一节、实验动物的抓取与固定 一、小鼠的抓取与固定 ?抓取方法：用右手拇指和食指捏住尾部中段提起，如果只想移动小鼠，就用两手把它捧起来。 ?手固定法：将右手捏起的小鼠放在笼盖上，用右手捏其尾部中段，在小鼠向前爬的一瞬间， 用左手的拇指和食指捏住颈背部皮肤，再翻转左手，将小鼠置于左手掌心中，右手拉住小鼠尾部，再用左手小指和无名指压住小鼠尾根部使小鼠整个呈一条直线。固定时注意，过分用力会使小鼠颈椎脱臼，若用力过轻头部能反转过来咬伤实验者的手。这种固定方法是灌胃给药和腹腔注射给药常用的方法。 ?手术固定法：用乙醚等麻醉药品麻醉后，用长20~30cm的线绳分别系在四肢上，再把四肢 的线绳分别系在固定板四角的钉子上，并且在头部上颚切齿的地方牵一根线绳达到完全固定。 ?在静脉给药时，先根据小鼠的大小选择合适的固定器，打开鼠筒盖，把小鼠放在里面，只露出尾巴；或者用倒放的烧杯将鼠扣住，只露出尾巴并压住。 二、大鼠的抓取与固定 ?抓取方法：4~5周龄以内的大鼠同小鼠；周龄较大的大鼠其尾部皮肤容易被剥脱，所以用左手从背部中央到胸部捏起来抓住。抓取时最好带防护手套，但手套不宜过厚。 ?手固定法：同小鼠。 ?手术固定法：同小鼠。 ?静脉给药或采血时同小鼠。
三、豚鼠的抓取与固定 ?抓取方法：抓取幼小豚鼠时，用手捧起来；成熟的大豚鼠，用手大把抓起胸肋部即可。注意不能粗野，更不能抓取腰腹部，这样容易造成肝破裂而死亡。 ?手固定法：⑴将左手的食指和中指放在豚鼠颈背部两侧，拇指和无名指放在肋部，分别用手指夹住左右前肢抓起来。⑵反转左手，用右手的拇指和食指夹住右后肢，用中指和无名指夹住左后肢是豚鼠整体伸直成一条直线。⑶一个人固定操作时，坐在椅子上，用右手拿着豚鼠的后肢夹在两腿之间，用大腿代替右手夹住。 ?手术固定法：同大、小鼠。 四、家兔的抓取与固定 ?抓取方法：用一只手大把抓住颈背部皮肤提起来，另一只手托住其臀部，让其重心落在托其臀部的手上，运送时，还要抓住颈肩部皮肤抱着兔子运送。 ?手固定法：在灌胃给药时，人坐在椅子上，用一只手抓住颈背部皮肤，另一只手抓住两后肢放在两腿之间，大腿夹住兔子的下半身，用空着的手抓住两前肢固定之，抓住颈背部的手同时捏着两只耳朵，不让头部转动。 ?固定器固定法：耳静脉给药或采血时用盒式固定法；从颈动脉采血或手术实验时用台式固定法。 ?盒式固定法：把兔子放在盒子里，只露出头部，用转扭拧固定器固定家兔。 ?台式固定法：将麻醉的兔子仰卧，用纱布条依次将四肢捆绑固定于固定台的两侧，然后把头部放在金属制的首伽和咀环上固定。
第一节实验动物的捉拿、固定和编号方法 在基础医学实验中，正确捉拿与固定动物，是实验工作的基础，也是实验顺利进行的保证。掌握正确捉拿、固定动物的目的就是防止实验者被动物咬伤抓伤，同时也是为了维持动物的正常生理活动，从而不影响实验观察结果。 一、实验动物的捉拿与固定方法 在基础医学实验中，最常用的动物有小鼠、大鼠、豚鼠、蟾蜍、蛙、家兔和犬，现分别就其捉拿与固定方法依次予以介绍。 1. 小鼠 捉拿时先用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，在其向前爬行时，右手向后拉尾(图5-1)，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和头颈部皮肤，将其置于左手心中，拉直四肢并用左手无名指压紧尾和后肢(图5-2)，右手即可作注射或其他实验操作。取尾血及尾静脉注射时，可将小鼠固定在金属或木制的固定器上(图5-11)。 图5-1 图5-2 2. 大鼠 方法基本与捉拿小鼠相同，但实验者事先应戴帆布防护手套。用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手拇指和食指抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果大鼠后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作。若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。 3. 豚鼠 豚鼠具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。一般方法是：先用右手掌迅速、轻轻地扣住豚鼠背部，抓住其肩中上方，以拇指和食指环握颈部，对于体型较大或怀孕的豚鼠，可用另一只手托住其臀部(图5-3、图5-4)。
动物实验的基本操作技术 实验动物 实验动物(experimental animals)是指经过人工饲养、繁育，对其携带的微生物及寄生虫实行控制，遗传背景明确或者来源清楚，应用于科研、教学、生产和检定以及其他科学实验的动物。这些个体具有较好的遗传均一性、对外来刺激的敏感性和实验再现性。 一、常用实验动物的种类和特点 （一）狗(dog)属于哺乳纲、食肉目、犬科动物。其嗅觉、视和听觉均很灵敏，对外界环境的适应能力强。消化、循环和神经系统均发达，且与人类很相似。适用于各类实验外科手术学的教学和临床科研工作，是复制休克、DIC、动脉粥样硬化等动物模型首选的动物之一，由于其价格较昂贵，教学实验中不如某些中小动物常用。 （二）家兔(rabbit) 属于哺乳纲、啮齿目、兔科、草食类动物。品种有：青紫蓝兔（livor blue rabbit）、中国白兔（china white rabbit）、新西兰白兔和大耳白兔（maximus ear white rabbit）等。具有性情温顺，对温度适应敏锐和便于静脉注射等特点，是教学实验中最常用的动物之一。可用于血压、呼吸、泌尿等多种实验，还可用于体温实验和热原的研究与鉴定。 （三）大白鼠(rat) 属哺乳纲、啮齿目、鼠科类动物。其性情凶猛、喜欢啃咬、繁殖周期短、抗病能力较强、心血管反应敏锐。用于水肿、休克、炎症、心功能不全、肾功能不全和应激反应等实验。大鼠不能呕吐，故不能做催吐实验。 （四）小白鼠(mouse) 属哺乳纲、啮齿目、鼠科类动物。具有繁殖周期短、产仔多、生长快、体型小、温顺易捉、易于饲养等特点。广泛应用于各种药物的毒理实验、药物筛选实验、生物药效学实验，以及癌症研究、营养学、遗传学、免疫性疾病研究等项实验。 （五）豚鼠(cavy) 属哺乳纲、啮齿目、豚鼠科类动物。又名天丝鼠、荷兰猪。其性情温顺，嗅觉和听觉较发达。对某些病毒反应敏锐，易引起变态反应。适用于药理学、营养学、各种传染病的实验研究。细菌、病毒诊断学研究、过敏、变态反应性实验研究和内耳及听神经疾病研究。也常用于离体心脏实验研究。 （六）蛙和蟾蜍(frog and toad ) 均属两栖纲、无尾目类动物。常用于教学实验。其心脏在离体后仍可有节律地跳动。常用于心脏生理、药理和病生实验。蛙舌与肠系膜是观察炎症和微循环变化的良好标本。此外，蛙类还可用于水肿和肾功能不全的实验研究。 二、常用实验动物的品系
动物实验基本操作一（固定、性别判定、标识） 【实验目的】在做动物试验时，为确保给药、实验顺利进行，防止被动物咬伤、准确辨别动物性别、准确标识动物，要学会用正确方法捉拿实验动物、掌握辨别动物性别的方法以及掌握标识动物的方法。 【实验对象】SD大鼠，KM小鼠，雌雄各半，体重180-250g。 【实验器材和药品】 器材：鼠笼、大小鼠固定器、方木板、美式图钉、细绳、防护手套 药品：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液、20%乌拉坦 【实验步骤】 一、小鼠的捉拿 1、徒手固定：用右手提起尾巴中部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。向后上方轻拉，此时，小鼠前肢紧紧抓住粗糙表面。左手拇指和食指迅速捏住小鼠颈背部皮肤，再置小鼠于左手心，并以左手掌心和中指夹住小鼠背部皮肤，无名指压住小鼠尾根部，将其固定于手中。右手可行注射或其它操作。 2、固定器固定：尾静脉注射或给药时，将小鼠放进固定器中或者大小和重量适当的容器（如烧杯），只露出尾巴，该类容器能够压住尾部，避免其活动。勿固定过紧造成窒息死亡。进行腹腔手术或心脏采血时，先准备一个15-20cm的方木板，边缘钉入五颗钉子。将小鼠四肢分别用20-30cm的线绳捆绑，线的另一头分别绑在方木板的钉子上，并且在头部上颚切齿牵引一根线绳，也固定在钉子上，达到完全固定。 二、大鼠的捉拿
4-5周内的大鼠，方法同小鼠。周龄较大的，则：1、首先戴好防护手套。2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。3、左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。三、性别判定 小鼠、大鼠性别判定 （1）幼鼠外生殖器与肛门间隔短的是♀，外生殖器与肛门间隔长的是♂。 （2）成年动物可直接肉眼辨认，雄性有膨起的阴囊和阴茎，雌性动物有阴道口。四、动物的标记 小鼠的短期标记法：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液（黄色），标出属于自己的编号【注意事项】 1、实验人员要有精神准备：掌握方法，胆大心细，做好防护。 2、动物兴奋的时候不要抓取，待其安静下来。 3、根据受试动物的给药部位或采血方法的不同，事先选择徒手固定还是固定器固定。 4、固定时把握好力度，过分用力会使小鼠颈椎脱臼或窒息死亡，若用力过轻头部能反转过来咬伤实验者的手。 【思考题】 1.在固定实验动物时如何才能快、准、稳？
实验动物手术基本操作技术 1. 动物实验手术常用的器械或设备 手术刀:准备不同型号的手术刀和手术刀柄。用于切开皮肤和脏器。 外科剪:准备直剪和弯剪。用于软组织剪断和组织分离。 手术镊:准备有齿镊和无齿镊。用于挟持皮肤、筋膜、肌腱等较坚硬组织或血管、神经、黏膜等脆弱组织。 止血钳:准备直、弯、蚊三种。用于夹住浅层血管止血或分离组织、牵引缝线等,或者夹住深部组织或内脏的血管出血点或者用于精细的止血和组织分离。 注射器:准备不同容量的注射器。用于补充麻醉或药物注射。 持针钳:用于缝合致密组织或深部组织。 缝合针:准备不同长短、粗细、弯度、针尖圆形或菱形的缝合针。 用于缝合不同的组织。 缝合线:准备丝线、肠线、金属线等不同种类缝合线。用于不同组织的缝合。 医用监护仪:准备呼吸、心跳、脉搏、血压及温度等医用监护仪。用于手术的操作监护。 医用气体:准备氧气、压缩空气、二氧化碳等医用气体。用于动物实验手术的应急需要。 2.动物实验手术器械的消毒方法 消毒对于防止手术伤口感染和保证伤口愈合极为重要,可以减少手术并发症和提高手术愈合效果,主要包括手术环境和手术器械的消毒。其中手术器械的消毒方法如下。 煮沸法:该法适合于金属、玻璃器械、缝合材料或橡皮手套等的灭菌,一般煮沸时间为20～30min。注意金属器械应在沸水时放入以防生锈,玻璃器械应在冷水时放入以防爆炸。 高压蒸汽灭菌法:该法适合于布类、敷料、手术衣帽及器械的灭菌, 灭菌条件为121OC、15min 。注意敷料包装应松紧适宜,待冷却后取出。 化学药品消毒法:主要的化学消毒液灭菌流程有三合液(甲醛2Oml+碳酸钠15g+石碳酸3g+蒸馏水100Oml)浸泡30min;新洁尔灭溶液(0.1%新洁尔灭100Oml+亚硝酸钠5g)浸泡1h;酒精溶液(70%酒精)浸泡1h;来苏水溶液(3～5%)浸泡1h；石炭酸(3%)浸泡1h;福尔马林(2%主要用于缝合线的消毒)浸泡30min;酒精溶液(75%主要用于缝合线的消毒)浸泡30min。 3.动物手术部位的消毒 实验动物手术部位处理一般包括除毛、皮肤消毒、手术部位隔离三个步骤。消毒顺序为:除毛→2%来苏水洗刷手术部位皮肤及周围皮肤→灭菌纱布擦干→70%酒精脱脂→5%碘酊擦抹→75%酒精脱碘→手术部位隔离→手术。 4. 手术人员手臂的消毒
常用实验动物的实验基本操作技术 第一节常用实验动物的生物学特征 1．蛙（或蟾蜍）的生物学特点是什么？主要用于哪些实验？ 属于两栖变温动物，皮肤光滑湿润，有腺体无外鳞。蛙的心脏有两个心房，一个心室，心房与心室区分不明显，动静脉血液混合，有冬眠习性。生存环境比哺乳动物简单，在机能学实验中有多种实验选择该动物。如：①离体蛙心实验，常用来研究心脏的生理功能及药物对心脏活动的影响。②蛙的腓肠肌和坐骨神经可用于观察外周神经及其肌肉的功能，以及药物对周围神经、骨骼肌或神经肌肉接头的影响。③缝匠肌可用于记录终板电位。脊休克、脊髓反射、反射弧分析、肠系膜微循环等。在临床检验中，可用雄蛙作妊娠反应实验。 2．小白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？ 小白鼠性情温顺，易于捕捉，胆小怕惊，对外来刺激敏感。它胃容量小，不耐饥渴，随时采食。在机能学实验中常选用该动物。故适用于大量的实验动物，如：某些药物的筛选实验、半数致死量（LD50）测定、药效比较、毒性实验、妊娠期20天左右，常用于避孕药实验及抗癌药实验。 3．大白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？ 大白鼠性情温顺，行动迟缓，易于捕捉，但受惊吓或粗暴操作时，会紧张不安甚至攻击人。大鼠嗅觉发达，对外界刺激敏感，抵抗力较强。大鼠无胆囊，肾单位表浅，肝再生能力强。大鼠的血压反应比兔稳定，可用它作血压实验，也可用于慢性实验、抗炎、降脂、利胆、子宫实验及心血管系统的实验。药典规定该动物为催产素效价测定及药品指控中升压物质检查指定动物。 4．豚鼠生物学特征是什么？主要用于哪些实验？ 豚鼠性情温和，胆小，饲养管理方便，可群养。豚鼠耳蜗管发达，听觉灵敏，存在可见的普赖厄反射（听觉耳动反射），乳突部骨质薄弱。豚鼠对组织胺、人型结核杆菌很敏感。能耐受腹腔手术，使用于肾上腺机能的研究。其自身不能制造维生素C，是研究实验性坏血症的唯一动物。 5．家兔生物学特征是什么？主要用于哪些实验？ 家兔属于草食性动物，性情温顺但群居性差，听觉、嗅觉十分灵敏，胆小易惊，具夜行
药理学实验动物的基本操 作实验心得 Revised by Jack on December 14,2020
这次是第一次药理学实验，我们学习了很多实验动物的基本操作方法。在做药理学实验之前我们就有做过人体解剖生理学实验，解剖过蟾蜍，小白鼠和家兔，这次的药理学实验更是一次对所学知识的巩固和深化，教给了我们很多在生理学实验中并没有学过的知识点。在刚做实验时，黄老师就向我们介绍了3R原则，即减少，优化，替代。动物是我们人类的朋友，首先我们应该尊重动物。它们用生命来换取人类的健康，推动着医学的进步，人类医学的发展离不开动物实验，动物为我们人类的健康做出了牺牲，我们应遵循“3R”原则。黄老师还通过视频给我们重点介绍了常用麻醉药及用法，实验动物的捉拿、麻醉、固定、给药、取血和处死方法。让我学到了很多实用性很强的东西。 之后便是分组自己做实验了，首先陈老师向我们讲解了小白鼠的标记方法，用中性品红表示十位数，苦味酸表示个位数，加上空白对照，一共可以标记一百支小白鼠。标记顺序为先左后右，从上至下。用苦味酸作为标记物的一个原因是它不容易被分解和弄掉，不会因为小鼠的活动而消失。其次是因为其有苦味，避免了被其他老鼠舔掉。之后讲解了小鼠的性别鉴定方法，除了书上说的方法外还可通过观察小鼠的乳房辨别。关于大鼠和家兔的捉持方法，大鼠在捉持前最好对其进行安抚，避免其急躁而咬人，而家兔则不可用手扯其双耳将其拉起。在给药方法方面，灌胃法要注意从口角插入口腔，用灌胃针抵住舌头，插入不可过深，一般入喉即可。腹腔注射时最好将其倒转，头部朝下，这样不容易刺入内脏。是否插入腹腔的判断方法：推注完后，轻微回抽，若有负压将注射器的推杆拉回，则已入腹腔。皮下注射时是否的入皮下的判断方法上同，皮下无负压，回抽不拉回。尾静脉注射时注意静脉在尾的两侧，不在上下，注射时用手捏住尾巴前段有利于暴露血管。 家兔的灌胃用木质开口器，使用时要想办法将其舌头压在开口器下，因为舌头会阻碍导尿管插入口腔，可以另外使用棉签配合，一边用棉签压住舌头，一边将开口器插入口腔。耳缘静脉注射时要注意选择小号针头，因家兔耳静脉较小，插入时应仔细谨慎。
实验三实验动物基本操作技术 学习目标 ●熟悉大鼠、小鼠及家兔的捉拿与固定；熟悉小鼠腹腔注射、家兔耳 缘静脉注射的方法与技术；熟悉动物的编号方法。 ●了解其他动物实验技术。 大多数药理实验是以动物为实验对象的，常用实验动物有青蛙与蟾蜍，小白鼠，大白鼠，豚鼠，家兔，猫，狗等，实验前了解其特点，掌握常用的动物实验基本操作技术，有利于学生动手能力的培养。本节重点介绍青蛙与蟾蜍，小白鼠，大白鼠，豚鼠，家兔的实验基本操作技术。 一、实验动物的编号 为了分组和辨别的方便，实验时常需对实验动物进行编号。常用的编号方法如下： 1．染料标记法 （1）常用染料：红色染料：5％中性红或品红液；黄色染料：3％～5％苦味酸溶液；咖啡色染料：2％硝酸银溶液；黑色染料：煤焦油的酒精溶液。 （2）标记规则：根据实验动物被毛颜色的不同选择不同化学药品涂染动物。 A.家兔等动物的标记方法：一般用毛笔蘸取不同颜色的染料溶液直接在动物背部涂写。若用硝酸银溶液涂写，则需在日光下暴露1min。 B.大鼠、小鼠的标记方法：通常在动物不同部位涂上有色斑点来表示不同的。如需要对数只实验动物编号，将小白鼠背部划分为前肢、腰部、后肢的左、中、
右部九个区域，从右到左标记。 2．穿耳打孔法用专门的打孔器在动物耳朵的不同部位打孔表示。 3．挂牌编号法此法常用于狗、猴、猫等大动物的编号。将牌固定于动物的颈圈或耳上。 4．人工针刺法先将动物被毛去除，用针在动物皮肤上刺出，再用酒精墨汁涂染即可。 二、实验动物的捉拿与固定方法 1．蛙和蟾蜍用左手握住动物，以食指按压其头部前端，拇指按压背部。 2．小白鼠捉拿法有二种，一种是用右手提起尾部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后上方轻拉，此时小鼠前肢紧紧抓住粗糙面，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤并用小指和手掌尺侧夹持其尾根部固定手中；另一种抓法是只用左手，先用拇指和食指抓住小鼠尾部，再用手掌尺侧及小指夹住尾根，然后用拇指及食指捏住其颈部皮肤。 3．大白鼠捉拿时，右手抓住鼠尾基部（因抓尾尖动物会扭动易使其尾部的皮肤脱落，影响实验的进行）将大鼠放在粗糙面上，左手戴上防护手套或用厚布盖住大鼠，抓住其整个身体并固定其头部以防咬伤。捉拿时勿用力过猛，勿捏其颈部，以免引起窒息。 4．豚鼠捉拿时以拇指和中指从豚鼠背部绕到腋下抓住豚鼠，另一只手托住其臀部。体重小者可用一只手捉拿，体重大者捉拿时宜用双手。
2015-动物实验基本操作动物实验 基本操作一（固定、性别判定、标 识）【实验目的】在做动物试验 时，为确保给药、实验顺利进 行，防止被动物咬伤、准确辨别动 物性别、准确标识动物，要学会 用正确方法捉拿实验动物、掌握 辨别动物性别的方法以及掌握标识 动物的方法。 【实验对象】SD大鼠，KM小鼠，雌雄各半，体 重180-250g。 【实验器材和药品】 器材：鼠笼、大小鼠固定器、方木板、美式图钉、细绳、防护手套 药品：苦味酸80%?90酒精饱和溶液、20%乌拉坦【实验步骤】 一、小鼠的捉拿 1、徒手固定：用右手提起尾巴中部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。向后上方轻拉，此时，小鼠前肢
紧紧抓住粗糙表面。左手拇指和食指迅速捏住小鼠颈背部皮肤，再置小鼠于左手心，并以左手掌心和中指夹住小鼠背部皮肤，无名指压住小鼠尾根部，将其固定于手中。右手可行注射或其它操作。 2、固定器固定：尾静脉注射或给药时，将小鼠放进固定器中或者大小和重量适当的容器（如烧杯），只露出尾巴，该类容器能够压住尾部，避免其活动。勿固定过紧造成窒息死亡。进行腹腔手术或心脏采血时，先准备一个15-20cm的方木板，边缘钉入五颗钉子。将小鼠四肢分别用20-30cm的线绳捆绑，线的另一头分别绑在方木板的钉子上，并且在头部上颚切齿牵引一根线绳，也固定在钉子上，达到完全固定。 二、大鼠的捉拿 4-5 周内的大鼠，方法同小鼠。周龄较大的，^V: 1、首先戴好防护手套。2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。3、左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。 三、性别判定小鼠、大鼠性别判定 (1)幼鼠外生殖器与肛门间隔短的是早，夕卜生殖器与肛门间隔长的是￡。 (2)成年动物可直接肉眼辨认，雄性有膨起的阴囊和阴茎，雌性动物有阴道口。
常用实验动物介绍（一、大小鼠、豚鼠） 发布人:系统管理员发布时间:2010-3-15 阅读次数:1278 常用实验动物介绍 一、小鼠 1、〖名称〗：BALB/c小鼠 〖简介〗：1913年，贝格(Bagg)从美国商人欧希尔(Ohio)处购得的白化小鼠原种，以群内方法繁殖。麦克·多威尔(MacDowell)在1923年开始作近交系培育，至1932年达26代，命名为BALB/c品系。安德尔文特(Andervont)等人使BALB/c 广为传播和应用。1985年我国从美国NIH引进到中国医学科学院实验动物研究所，为BALB/c第180代。 毛色：白化。 主要特性：①乳腺肿瘤自然发生率低，但用乳腺肿瘤病毒诱发时发病率高;卵巢、肾上腺和肺的肿瘤在该小鼠有一定的发生率。②易患慢性肺炎。③对放射线甚为敏感。④与其他近交系相比，肝、脾与体重的比值较大。20月龄的雄鼠脾脏有淀粉样变。⑤有自发高血压症，老年鼠心脏有病变，雌雄鼠均有动脉硬化。⑥对鼠伤寒沙门氏菌补体敏感，对麻疹病毒中度敏感。对利什曼原虫属、立克次氏体和百日咳组织胺易感因子敏感。 主要用途：广泛地应用于肿瘤学、生理学、免疫学、核医学研究，以及单克隆抗体的制备等。 2、〖名称〗：C57BL 〖简介〗：1921年立特(Little)用艾比·拉特洛坡(Abby Lathrop)的小鼠株，雌鼠57号与雄鼠52号交配而得C57BL1937年从C57BL分离出C57BL/6和 C57BL/10两个亚系。1985年从Olac引到中国医学科学院实验动物研究所。 毛色：黑色。 主要特性：①乳腺肿瘤自然发生率低，化学物质难以诱发乳腺和卵巢肿瘤。②12%有眼睛缺损;雌仔鼠16.8%，雄仔鼠3%为小眼或无眼。用可的松可诱发腭裂，其发生率达20%。③对放射物质耐受力中等;补体活性高;较易诱发免疫耐受性。④对结核杆菌敏感。对鼠痘病毒有一定抵抗力。⑤干扰素产量较高。⑥嗜酒精性高，肾上腺素类脂质浓度低。对百日咳组织胺易感因子敏感。⑦常被认作"标准"的近交系，为许多突变基因提供遗传背景。 主要用途：是肿瘤学、生理学、免疫学、遗传学研究中常用的品系。 3、〖名称〗：BALB/c -nu裸小鼠 〖简介〗：1973年丹麦的C.W.Friis在BALB/cA近交系小鼠中发现自发性突变的无毛小鼠，该突变小鼠胸腺发育不良，免疫T细胞缺失，而培育成了 BALB/cA-nu。 主要特性：①无毛、裸体、无胸腺。随着年龄增长，皮肤逐渐变薄、头颈部皮肤出现皱折、生长发育迟缓。②由于无胸腺而仅有胸腺残迹或异常胸
动物实验的基本知识和操作技术
第二章动物实验的基本知识和操作技术 第一节实验动物 药理学实验常用的动物有蛙、蟾蜍、小白鼠、大白鼠、豚鼠、家兔、猫和犬等。常根据实验目的和要求选用不同的实验动物。由于不同的动物具有不同的特点，故所选用的动物应能较好地反映试验药物的选择性作用，并符合节约的原则。 （一）、实验动物的选择原则 1、尽量选择与人体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物； 2、选用的实验动物的解剖、生理特点应符合实验目的； 3、根据人与实验动物对同一刺激的反应差异，选用具有明显反应的动物； 4、根据生物医学研究必须达到的精确度，选用结构功能简单又能反映研究指标的动物； 5、选用患有人类类似疾病的近交系或突变系动物； 6、选用与实验设计、技术条件、实验方法等相适应的标准化动物； 7、在不影响实验目的与结果的前提下，选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物； 8、供实验用的动物应具备质量合格证。 （二）、常用实验动物的特点 1、蛙和蟾蜍
离体心脏能较持久地有节律地搏动，常用于观察药物对心脏的作用；坐骨神经和腓肠肌标本可用来观察药物对周围神经、神经肌肉或横纹肌的作用；蛙的腹直肌还可以用于鉴定胆碱能药物的作用。 2、小白鼠 是实验室最常用的一种动物。易于大量繁殖，且价廉，适用需要大量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价比较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。 3、大白鼠 与小白鼠相似。一些在小白鼠身上不便进行的实验可选用大白鼠，如药物抗炎作用的实验常选用大白鼠踝关节制备关节炎的模型。此外，也可用大白鼠直接记录血压、作胆管插管，或用大白鼠观察药物的亚急性或慢性毒性。大白鼠的血压和人相近，且稳定，现常用于抗高血压药物实验。 4、豚鼠 是实验室常用动物之一。对组织胺很敏感，容易致敏，常用于平喘药和抗组胺药的实验。对结核菌亦敏感，故也用于抗结核药的研究。此外还用于离体心脏及平滑肌实验，其乳头肌和心房常用于电生理特性及心肌细胞动作电位实验，研究抗心律失常药物的机理。 5、家兔 温顺、易饲养，常用于观察药物对心脏、呼吸的影响及农药中毒和解救的实验。亦用于研究药物对中枢神经系统的作用、体温实验、热原检查及避孕药实验。 6、猫
一、名词解释 1、小鼠的抓取固定方法：先用右手抓住鼠尾并提起．置于鼠盒的笼盖或实验台上向后拉，在其向前爬时．用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左掌心，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿。也可用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指、食指和中指按住其耳后颈部皮肤亦可 2、家兔的抓取固定法：抓起家兔一般用右手抓住颈部的毛皮，并提起，用左手托其臀部或腹部，让其身体重量的大部份集中在左手上。注意不能用手抓双耳或腹部，以免损伤动物。 3、大、小鼠的眼眶采血法：先将鼠倒持，压迫颈部，使眼球突出充血，用眼科镊迅速挟取眼球，眼眶内很快流出血液，用玻璃器皿收集血液，也可用毛细管或塑料管沿眼角插入眼底静脉丛，血可自然从毛细管中流出，此法可多次采血。 4、兔心脏取血：将兔固定在兔台上，用手触摸到心脏搏动处，在第3肋间隙、胸骨左缘约3cm处，用注射针正确刺入心脏，血液即随心脏收缩而进入注射器内。此法每次取血不超过20－25ml，取血须迅速，缩短针头留在心脏内的时间，以防止血液在注射器内的凝固。 5、兔耳静脉采血：取血前先将兔的头部固定（采用固定盒或由助手固定都可以），选耳静脉清晰的一侧耳，将耳静脉部位的毛拔去，用75％的酒精局部消毒，待干。用手指轻轻摩擦兔耳，使静脉扩张，用连有5号针头的注射器在耳缘静脉末端刺破血管，待血液漏出取血或将针头逆血流方向刺入耳缘静脉取血，取血完毕用干棉球压迫止血。 6、狗股动脉采血将狗固定在解剖台上，使后肢向外伸直，暴露腹股沟三角，动脉搏动的部位剪去被毛，消毒后，用左手中、食指探摸股动脉跳动部位并固定好血管，右手取连有5－6号针头的注射器直接刺入血管，若刺入动脉，一般可见鲜红血液流人注射器，若未刺入动脉可微微转动一下针头，见鲜血流出即可。若刺入静脉必须重新穿刺，待抽血完毕，用酒精棉球压迫止血。 7、大、小鼠口服给药，多用灌胃法。大、小鼠用特制的尖端钝圆的灌胃针头。吸入药液，左手抓住鼠背部及颈部皮肤，将动物固定，右手持注射器，将灌胃针插入动物口中，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针沿上腭壁轻轻推进食管，针插入食管时，应感到无阻力，回吸不产生气泡（说明没有插入气管），若感到阻力或动物有挣扎时，应停止进针或拔出针，以免损伤或穿破食管以及误入气管。一般灌胃针插入小鼠为3一4cm，大鼠或豚鼠为4一6cm后可将药物注入。 8、狗的静脉注射，可选用前肢皮下头静脉或后肢隐静脉给药。注射前先使动物侧卧，剪去注射部位的被毛，在静脉向心端处用橡皮带绑紧，使血管充血，从静脉的远端注入针头，待有回血后，松开绑带，缓缓注入药液。 9、吸入麻醉吸入麻醉的麻醉剂，多采用乙醚，用透明密闭的玻璃容器如烧杯，投入浸过5?10ml乙醚的脱脂棉，动物置人烧杯中，盖好盖，20?30秒后，动物便进入麻醉状态，此方法较短时间即可复苏。 10、小鼠颈椎脱位法处死：右手抓住小鼠尾根部，左手拇指和食指用力按住鼠头、右手用力向后拉。使颈椎脱位。即可处死。 二、是非题（下列试题中正确的用（√）号错误的用（×）号） 1、家兔性情温顺，不咬人也不会伤人，很易抓取。（×） 2、家兔性情温顺，不咬人，但爪很锋利，抓取时要防止被抓伤。（√） 3、提起兔的双耳或腰背部皮肤，即可正确的抓取实验兔。（×） 4、用右手抓住颈背部皮肤提起兔，然后用左手托其臀部，即可正确的抓取实验兔。（√） 5、实验动物一次性给药量取决于药物的配制浓度而与动物种类和给药途径无关。（×） 三、选择题（请选择A、B、C、D中的一项） 1、下列动物中胆子小，抓取时一般不伤人的动物是D