一、细胞培养：
1. 细胞培养：从活的机体中取出组织或细胞，分散成单个细胞，模拟机体内的生长条件，在体外建立无菌、适温和一定营养条件等，使其在体外环境中继续生长繁殖的过程，并维持其结构和功能的技术。
2. 细胞培养的基本条件：无菌条件、细胞生长条件、细胞检测条件、细胞保存条件。
3. 无菌条件：
1）净化工作室：净化工作间是基于无菌条件下进行细胞培养操作的场所，设计标准为万级，专供细胞培养、冻存以及细胞治疗用。
①细胞培养间：一般由更衣间、缓冲间、操作间三部分组成。每周乳酸、过氧乙酸熏蒸（2
小时）和每月新洁尔灭擦拭地面和墙壁一次的方式进行消毒
②洁净层流罩：层流罩是可提供局部高洁净环境的空气净化的设备。主要由箱体、风机、
初效空气过滤器、中效空气过滤器、高效空气过滤器、阻尼层、灯具等组成。
③传递窗：该装置是一种洁净室的辅助设备，主要用于洁净区与非洁净区之间小件物品的
传递，以减少洁净室的开门次数，把对洁净区的污染降低到最低程度。
④无尘服
层流净化细胞培养室的总体要求：经济、有序、高效、安全。
相关制度：
I.准入制度：没有经过培训的人员不得单独进入净化室工作。
进入净化室后要保持安静，不得大声喧哗。
II.安全制度：谨慎使用酒精灯，实验人员自觉维护室内设备的安全使用，对室内的仪器如CO2孵箱等要经常注意机器运转情况，发现问题及时检修或报告请人检修。离开时断开必要的仪器电源。
III.卫生消毒制度：一般情况下细胞间每天消毒一次，方法为紫外线消毒（每次30分钟至1小时）一次，另外每周用10％乳酸在紧闭门窗下熏蒸30分钟；
实验完毕应及时清理所用物品，注意台面整洁；层流净化室实施值日生负责制。
IV.出入制度：总体原则为进出净化室应按次序开、关门，只有将前面打开的门关闭后才允许打开下一个门，使缓冲间起到应有的作用。
所有进出层流净化细胞培养室的物品均应通过传递窗进行，紫外灯照射15分钟
2）无菌操作的仪器设备：
①超净工作台：工作原理是利用鼓风机驱动空气经过高效滤器除去空气中的尘埃颗粒，使
空气得到净化。净化空气徐徐通过工作台面，使工作台内构成无菌环境。
使用前开启柜内紫外灯照射10－30分钟，预工作10－15分钟，以除去臭氧和使用工作台面空间呈净化状态。使用完毕后，要用70%酒精将台面和台内四周擦拭干净。
②生物安全柜：既能使操作造成无菌、无尘的局部空气环境，保证检验、检测不受污染，
又能保证被研究的对象（如病菌、细菌等）不外溢，保护周围环境及操作人员安全。广泛应用于低、中等危险度（病原体1--3，DNA重组P1--P3）的临床细菌学，病毒学、微生物学、组织培养、生物学及生命科学的研究，加工、检验部门。
③高压灭菌锅：121℃，20min，适用于耐高温耐高压，不怕潮湿的物品（器械、细菌培
养基等）
④电热干燥箱：干热消毒，主要用于玻璃器皿消毒。
⑤紫外线：主要用于培养室空气、操作台、塑料培养皿和培养板等表面消毒。
⑥过滤除菌设备：0.45um和0.22um滤膜，大多数培养用液，如人工合成培养基、血清、
酶液等均采用滤过法除菌。
4. 培养细胞的生长条件：营养需要、生存环境（37℃、5%CO2、pH7.2-7.4）、无污染、无毒
①玻璃器皿的清洗：浸泡、刷洗、浸酸和清洗四个步骤
浸泡（自来水）→刷洗（洗衣粉）→泡酸（24小时）→流水冲洗→蒸溜水浸泡和冲洗→60-80℃烘干
②CO2培养箱：37℃，5%CO2，用螺旋口瓶培养细胞时，需将瓶盖微松，以保证通气；保
持培养箱内空气干净，定期消毒（90 ℃，14 h)；箱内蒸馏水槽中保持足够的灭菌蒸馏水以保持箱内湿度，避免培养液蒸发。
③水：一级水：基本上不含有溶解或胶态离子杂质及有机物。二级水经过石英设备蒸馏或离
子交换混合床处理后，再经0.2um 微孔滤膜过滤来制取。一级水用于有严格要求的分析试验，包括对颗粒有要求的试验，如高压液相色谱用水。
二级水：可含有微量的无机、有机或胶态杂质。可用多次蒸馏或离子交换等方法制取。
二级水用于无机痕分析等试验量分析等试验，如原子吸收光谱分析用水。
三级水：适用一般实验室实验工作。可以用蒸馏、离子交换等方法制取。
④平衡盐溶液：主要由无机盐和葡萄糖配制而成
作用：维持渗透压、缓冲和调节酸碱度，提供细胞生存所需的无机离子，主要作为合成培养基的基础溶液以及用于洗涤细胞组织等。
常用：生理盐水（0.9%），PBS，Hanks液
Hanks液是生物医学实验中最常用的无机盐溶液和平衡盐溶液，主要用于配制配制培养液、稀释剂和细胞清洗液，而不能单独作为细胞、组织培养液。
⑤pH调节液：碳酸氢钠
HEPES：一种可以保持细胞培养过程中pH值较长时间稳定的氢离子缓冲剂，通常使用浓度为10～15 mM。
⑥消化液：胰蛋白酶溶液：主要作用是使细胞间的蛋白质水解，从而使贴壁细胞从瓶壁上
脱落并使细胞游离分散开来，常用浓度为0.25%或0.5%胰蛋白酶，不含Ca2+\Mg2+\血清的平衡盐溶液配制，pH8左右，滤器过滤除菌。
EDTA溶液：作用机制是破坏细胞间的连接。对于一些贴壁特别牢固的细胞，可用EDTA 和胰酶的混合液，EDTA溶液的使用浓度为0.02%，Hanks液溶解后高压灭菌，配制时应加碱助溶（EDTA不能被血清中和）。
胶原酶溶液：胶原酶在上皮类细胞原代培养时经常使用，胶原酶作用的对象是胶原组织，因此不容易对细胞产生损伤，不受Ca2+\Mg2+\血清抑制，可采用磷酸缓冲液配制。
⑦抗生素溶液：通常是青霉素和链霉素联合使用，俗称“双抗溶液”。青霉素主要是对革兰阳
性菌有效，链霉素主要对革兰阴性菌有效。培养基内青霉素、链霉素最终使用浓度为每毫升100单位。
⑧培养基：是维持体外细胞生存和生长的溶液，分天然培养基和合成培养基。
天然培养基有血清、血浆、和组织提取液（如鸡胚和牛胚浸液）。
优点：营养成分丰富，培养效果好
缺点：来源受限；成分复杂，影响对某些实验产物的提取和实验结果的分析。
易发生支原体污染。
合成培养基是根据细胞生存所需物质的种类和数量，用人工方法模拟合成的。
目前已设计出许多种培养基，如TC199、MEM、RPMI-1640、DMEM等。
合成培养基主要成分是氨基酸、维生素、碳水化合物、无机盐和其它一些辅助物质。
优点：标准化生产，组分和含量相对固定。成本低。
缺点：缺少某些成分，不能完全满足体外细胞生长需要。
RPMI-1640适用于悬浮细胞培养，主要针对淋巴细胞。DMEM（H）高糖型有利于细胞停泊于一个位置生长，适于生长较快、附着较困难肿瘤细胞等
⑨血清：人工合成培养基只能维持细胞生存，要想使细胞生长和繁殖还需补充一定量的天然
培养基（如血清）。血清中含有：多种蛋白质、多种金属离子、激素、促贴附生长物质、各种生长因子、转移蛋白、不明成分。
质量鉴定：a.理化性质：如如渗透压、pH值、蛋白电泳图谱、蛋白含量、激素水平、内毒素等。蛋白含量包括血清总蛋白含量（不低于35-45g/L）、球蛋白含量（应小于20g/L)、血红蛋白含量等。其中球蛋白含量是一项非常重要的指标，血清中球蛋白主要是抗体，球蛋白含量越低血清质量越高。血红蛋白也是越低越好。
b.微生物检测：包括细菌、真菌、支原体、病毒等。特别是对支原体、病毒的检测，支
原体是一种很小的微生物，可通过孔径22um的滤膜。支原体、病毒污染在光学显微镜下难于察觉，细胞也能生长繁殖，但会影响实验结果。检测支原体的方法很多，如培养法、PCR法、荧光染色法、电镜观察法等。
常用血清：胎牛血清、新生牛血清、小牛血清、兔血清、马血清等，胎牛血清品质最高。优质血清的标准：透明、淡黄色、无沉淀物、无细菌、支原体、病毒污染。
血清的灭活（消除补体活性）56℃30 分钟血清的消毒：过滤除菌
逐步解冻法：–20℃或–70 ℃至4 ℃冰箱溶解一天，至室温下全溶后再分装，一般以50 ml 无菌离心管可分装40～45 ml。勿直接由–20 ℃至37 ℃解冻，因温度改变太大，容易造成蛋白质凝结而发生沉淀。
⑩谷氨酰胺：细胞需要谷氨酰胺合成核酸和蛋白质，谷氨酰胺缺乏要导致细胞生长不良甚至死亡。谷氨酰胺在溶液中很不稳定，4℃下放置1周可分解50%，故应单独配制，置于-20℃冰箱中保存，用前加入培养液。加有谷氨酰胺的培养液在4℃冰箱中储存2周以上时，应重新加入原来的谷氨酰胺。
完全培养基的组成：基础培养基、血清、青/链霉素(各100单位/mL)、碳酸氢钠(2g/L)、谷氨酰胺、生长因子。每次配液量以两周左右为宜，一次配液不要太多，防止营养成分（主要为谷氨酰胺）损失，2-8℃保存
无血清培养基：由基础培养基和替代血清的补充成分组成。
5. 细胞检测条件：倒置显微镜、酶标仪、微孔板震荡器、高速离心机、移液器
6. 细胞保存条件：液氮罐、冻存管
二、细胞培养的基本技术
1. 无菌操作技术antiseptic technique：工作环境及表面的处理、细胞培养所用玻璃及塑料
制品的处理、培养液的处理、实验者的操作技术。
1）常用细胞培养相关物品的灭菌方法：
?培养液等易失活物质：过滤；抗生素
?平衡盐溶液及其它需要灭菌的液体：121℃,20 分钟；过滤
?布类、玻璃制品、金属器械、细胞培养耗材等：121℃,20分钟，然后烘干；
?玻璃瓶：干热灭菌170℃, 4 小时。
?操作台面：紫外线；70%酒精涂擦
?实验者：70%酒精涂擦
2）?无菌培养室每天紫外线照射消毒30-50min 每周用10％乳酸在紧闭门窗下熏蒸30分钟。
?超净工作台台面每次实验前要用70％酒精擦洗，然后紫外线消毒10-30min。
?在工作台面消毒时切勿将培养细胞和培养用液同时照射紫外线
?应尽量避免瓶口在超净台中敞开直立
?同一根吸管或滴管不应连续用于几个不同的细胞系
2. 培养细胞的观察：
1）肉眼观察培养物颜色及浑浊度
2）倒置显微镜观察细胞生长状态
3. 体外细胞培养分型：
1）贴附型：大多数培养细胞贴附生长，属于贴壁依赖性细胞，判断细胞形态时不能按照体内组织学标推判定，仅大致分成以下四型：成纤维细胞型、上皮细胞型、游走细胞型、多型细胞型。
2）悬浮型：培养时不贴附于底物而呈悬浮状态生长或以机械方法使保持悬浮状态下生长来源：自血、脾或骨髓，尤以血中白细胞癌细胞
特点：在悬浮中生长良好细胞圆形、单个或小细胞团
优点：生存空间大，提供数量大，传代方便(不需消化)，易于收获，可获得稳定状态缺点：观察不方便，很多细胞不能悬浮生长(尤以正常细胞)
3）培养细胞的“一代生存期”：从细胞接种后到再次传代培养之前的这一段时间。
a.潜伏期(latent phase)
b.对数生长期(logarithmic growth phase)
c.停滞期(stagnate phase)
4. 细胞传代：体外生长的培养细胞受营养条件、生长空间等因素的限制，当细胞增殖达到一定密度后，则需要分离出一部分细胞和更新营养液进行扩大培养一部分细胞和更新营养液进行扩大培养，此过程称传代（subculture）。每次传代以后，细胞的生长和增殖过程都会受一定的影响。根据细胞生长的特点，传代方法有3种：
1)悬浮生长细胞传代：
离心法传代：离心（1000转/分）去上清，沉淀物加新培养液混匀后再传代。
2)半悬浮生长细胞传代（Hela细胞）：
此类细胞部分呈现贴壁生长现象，但贴壁不牢，可用直接吹打法使细胞从瓶壁脱落下来，进行传代。
3)贴壁生长细胞传代：
采用酶消化法传代。常用的消化液有0.25％的胰蛋白酶液。
5. 细胞计数：培养的细胞在般条件下要求有定的密度才能生长良好一般条件下要求有一定的密度才能生长良好，所以要进行细胞计数。计数结果以每mL细胞数表示。
血细胞计数板：手工计数细胞。细胞数/ml＝4大格细胞总数/ 4×稀释倍数×104
镜下偶见由两个以上细胞组成的细胞团，应按单个细胞计算，若细胞团占10%以上，说明分散不好，需重新制备细胞悬液；最适浓度为5～10×105细胞/ ml，此范围外计数误差偏大。血球计数仪：自动计数
6. 细胞活力的测定：总细胞中活细胞所占的百分比叫做细胞活力。
活细胞率=（细胞总数-死细胞数）/ 细胞总数×100%
台盼蓝法：活细胞不被染色，死细胞染成蓝色。
7. 细胞冻存和复苏：细胞冻存与细胞传代保存相比可以减少人力、经费，减少污染，减少细胞生物学特性变化。其原则是慢冻快融。
1）常用的低温保护剂是DMSO（终浓度5-20%），它是一种渗透性保护剂，可迅速透入细胞，提高胞膜对水的通透性，降低冰点，延缓冻结过程，能使细胞内水分在冻结前透出细胞
外，在胞外形成冰晶，减少胞内冰晶，从而减少冰晶对细胞的损伤。
细胞冻存液（10ml体系：含7ml培养基、2ml FBS、1ml 甘油或DMSO）
常用冻存液：包含10％二甲基亚砜（DMSO）的完全培养基
2）慢冻程序：标准程序：
当温度在-25℃以上时，1～2℃/min
当温度达-25℃以下时，5～10℃/min
当温度达-100℃时，可迅速放入液氮中
一般程序：先将冻存管放入4℃冰箱，约30min；接着置于-20℃冰箱，约1-2h；置于-80℃超低温冰箱中放置过夜；置于液氮罐中长期保存。
简易法：-80℃冰箱过夜；液氮罐长期保存。
8.培养细胞的污染和检测：
1）细胞污染的种类可分成细菌、酵母菌、霉菌和病毒。
无菌操作技术不当、操作室环境不佳、污染之血清和污染之细胞等是主要的污染源。
预防和避免污染是细胞培养成功的关键之一。
2）在出现以下情况时培养的细胞可能有污染：
?培养液的酸碱度发生异常的改变
?培养液出现混浊
?光镜观察到菌丝和颗粒
?细胞出现死亡或增殖缓慢等
3）细菌的污染和检测：肉眼直接观察法、培养检查法、显微镜观察法、PCR检测法
培养细胞受细菌污染后，会出现培养液变混浊、pH下降。污染后细胞发生病理改变，胞内颗粒增多、增粗，最后变圆脱落死亡。
4）真菌的污染和检测：
真菌污染是细胞培养过程中最常见的一种，最常见的真菌有烟曲霉、黑曲菌、孔子霉、毛霉菌、白色念珠菌和酵母菌。
培养细胞受真菌污染后，可见培养液中漂浮着白色或浅黄色的小点，有的散在生长，培养液一般不发生混浊；倒置显微镜下可见丝状、管状或树枝状的菌丝纵横交错在细胞之间或培养基中，有的呈链状排列。真菌污染后，细胞生长变慢，但最后由于营养耗尽及毒性作用而使细胞脱落死亡。
5）支原体的污染和检测：
支原体是介于细菌与病毒之间能独立生活的最小微生物，最小直径0.2μm，一般过滤除菌无法去除它，光镜下难以看清它的形态结构。开始不易发现，能在偏碱条件下生存，对青霉素有抗药性。多吸附于细胞表面或散在于细胞之间。
培养细胞受支原体污染后，部分敏感细胞可见细胞生长增殖变慢，部分细胞变圆，从瓶壁脱落。但多数细胞污染后无明显变化，或略有变化，若不及时处理，还会产生交叉污染。
a. DNA荧光染色法：利用荧光染剂（bisbenzimide, Hoechst 33258）检测支原体污染。此染剂会结合到DNA之(A-T) rich区域，因为支原体之DNA中A-T含量占多数（55～80%），所以可将其染色而检测。被支原体污染之细胞经染色后，在细胞核外与细胞周围可看到许多大小均一荧光小点，即为支原体DNA，证明有支原体污染。
特点︰简单、经济与灵敏，广泛使用，可作为例行之侦测步骤。可以侦测不易培养之支原体，较直接培养法快，约一星期即可知道结果。
缺点：有时仍会有荧光背景，影响判读。
b. 扫描电镜法
6）病毒的污染和检测：细胞的直接观察；动物接种检查；电子显微镜观察；免疫学检查；
PCR技术
7）非同种细胞的污染
8）黑胶虫污染
9）污染的清除：
a. 细菌/真菌：抗生素，预防用药一般用双抗生素，污染后清除用药需采用大于常用量5～10倍的冲洗法，于加药后作用24～48小时，再换常规培养液。此法在污染早期有效。
b.支原体：I. 用MRA处理细胞，效果好；II.用清洗纯化法清除支原体污染，结合敏感抗生素，可达到更好的效果；III. 药物辅助加温处理，对细胞有不良影响；IV.使用支原体特异性血清，比较麻烦。
9. 原代细胞培养技术：
来源于胚胎、组织器官及外周血，经特殊分离方法制备而来的原初培养的细胞称之为原代细胞。
1）原代培养（primary culture），也称初代培养。即从体内取出组织接种培养到第一次传代阶段，一般持续1-4周。完成了从体内环境到体外环境的过渡和适应过程，恢复了分裂增殖与生长发育的能力。
特点：a. 性质：I. 性状似体内，II.细胞异质性，III.细胞活跃移动，分裂不旺盛；IV.相互依赖型强，独立生存能力差，不易单个培养。
b. 发展过程：调整组成，经过选择，形成相对均一的细胞系。
意义：a.原代培养的最大优点是细胞刚刚离体，生物性状尚未发生很大变化，具有二倍体的遗传性，而且大多数细胞表现出原来组织的特性。
b. 利用原代培养做各种实验，如药物测试、细胞分化及病毒学方面的试验效果很好。
c. 原代培养也是建立各种细胞系（株）必须经过的阶段。
2）原代细胞的取材：基本要求：
a. 注意新鲜和保鲜（取材时尽量能在4~6h内制作成细胞）
b. 严格无菌
c. 用锋利的器械切碎组织，减少对细胞的机械损伤
d. 去除材料上的血液、脂肪、坏死组织及结缔组织
e. 尽量选用易培养的组织进行培养
（胚胎组织易于成熟个体组织，分化低易于分化高的组织，肿瘤组织易于正常组织。）
3）原代细胞的分离：
a. 细胞悬液的分离方法：培养材料为血液、羊水、胸水和腹水等细胞悬液时，可采用离心法分离。一般用500～1000rpm的低转速，时间约5～10min。如果一次离心样品量很多，时间可适当延长，但离心速度过大、时间过长，会挤压细胞造成损伤甚至死亡。
b. 实体组织块的分离方法：培养材料为组织块时，首先要把组织块剪切至尽量小，然后用机械法/消化法等使组织进一步分散，以获得细胞悬液。
①机械分散法：
②消化分离法：I.酶消化分离法:常用胰蛋白酶和胶原酶；II.非酶消化分离法:EDTA法
步骤：剪切-把组织块切碎；漂洗-无钙镁PBS洗2/3次；消化-加入消化液（胰酶/胶原酶/EDTA）于37℃中适当时间；弃消化液-倾斜自然沉降或低速离心法；终止、漂洗-加入含有血清的培养基终止消化，漂洗2/3次后加入完全培养基；机械分散-采用吸管吹打或振荡法，使细胞充分散开以后用纱网过滤分瓶培养。
注意事项：I. 组织块必须漂洗2-3次以除去组织中的钙、镁离子和血清对胰酶的抑制作用。II.胰蛋白浓度不宜过高，作用时间不能太长，以避免毒性作用。III.消化后组织不仅要尽量弃去消化液，以避免毒性产生，而且动作要轻，以避免膨松的细胞随漂洗而丢失。
③贴块培养法：血管平滑肌细胞
c. 密度梯度离心（density gradient centrifugation）：用一定的介质在离心管内形成一连续或不连续的密度梯度，将细胞混悬液或匀浆置于介质的顶部，通过重力或离心力场的作用使细胞分层、分离。
淋巴细胞与单核细胞：1.070 粒细胞和红细胞：1.092
常用的淋巴细胞分离液有Ficoll淋巴细胞分离液、Percoll淋巴细胞分离液。
4）原代细胞的纯化：
a. 自然纯化：即利用某一种类细胞的增殖优势，而排挤其他细胞生长，靠自然的增殖潜力最后留下生长优势细胞，去除其他细胞。无法人为选择细胞，时间长。有些恶性肿瘤细胞可以通过此方法，自然纯化建立细胞系。
b. 人工纯化：酶消化法（利用细胞对酶的耐受性不同）、反复贴壁法（利用细胞的贴壁速度不同）、培养及限定方法（某些细胞在生长过程中必须存在或必须去除某种物质）、流式分选
5）体外肿瘤细胞原代培养：三个显著特征：不受控增殖性、永生性、致瘤性
6）癌细胞原代培养：
a.成功关键在于：取材、成纤维细胞的排除、选用适宜的培养液和培养底物等
b.关键问题：成纤维细胞常与肿瘤细胞同时混杂生长，致难以纯化肿瘤细胞。而且成纤维细胞常比肿瘤细胞生长得快，最终能压制肿瘤细胞的生长。因此排除成纤维细胞成为肿瘤细胞培养中的关键。
I.成纤维细胞过度生长的去除：常采用机械刮除法、反复贴壁法、胶原酶消化法等
II.选择性培养基：提高癌细胞体外存活，抑制成纤维细胞过度生长
III.饲养层：在培养器皿底部接种能形成接触性抑制的成纤维细胞饲养层，可以有利于癌细胞生长和抑制癌组织中正常成纤维细胞过度生长。
7）动物细胞大规模培养技术（large-scale culture technology）是指在人工条件下（设定pH、温度、溶氧等），在细胞生物反应器（bioreactor）中高密度大量培养动物细胞用于生产生物制品的技术。
培养方式：分批式培养、流加式培养（分批补料培养）、半连续式培养、连续式培养
支持条件：细胞培养瓶、细胞培养罐、微载体、无血清培养基
三、转染技术
1.转染技术是指将外源分子如DNA，RNA等导入真核细胞的技术。
转染技术的应用：基因的结构和功能分析、基因表达与调控、
蛋白相互作用与胞内定位、基因治疗与转基因动物
2.转染方法：化学介导：磷酸钙共沉淀法、DEAE‐葡聚糖法
脂质体转染方法、纳米颗粒作为载体的转染
物理介导：电穿孔法、显微注射
生物介导：病毒介导的转染
3.电穿孔法：通过把与细胞与DNA共同放入电转杯中，利用高压电脉冲促使细胞膜形成小孔，从而使DNA进入细胞
优点：转染效率较高
缺点：需要昂贵的仪器（电穿孔仪）。
对细胞的损伤较大，每次转染需要更多的细胞和DNA。
每种细胞电转的条件都需要进行多次优化。
电脉冲和场强的优化对于成功的转染非常重要，因为过高的场强和过长的电脉冲时间会不可逆地伤害细胞膜而裂解细胞
注意事项：选择合适的程序；由于试剂盒中的转染buffer有一定的程度的低渗，所以细胞在
转染buffer中的时间尽可能短，操作迅速；动作要轻柔。
4.显微注射法：（microinjection）是利用管尖极细（0.1至0.5μm）的玻璃微量注射针，将外源基因片段直接注射到原核期胚或培养的细胞中，然后藉由宿主基因组序列可能发生的重组、缺失、复制或易位等现象而使外源基因嵌入宿主的染色体内。
优点：显微注射法转外源基因没有长度上的限制，目前已证明数百kb之DNA片段均可以成功产制出转基因动物。适用于制备转基因动物。
缺点：设备精密而昂贵、操作技术需要长时间的练习，以及每次只能注射有限的细胞。不适合大量转染细胞研究的需要。
5.磷酸钙共沉淀法：氯化钙+DNA+磷酸缓冲液按一定的比例混和，形成极小的磷酸钙‐DNA 复合物沉淀黏附在细胞膜表面，借助内吞作用进入细胞质。
优点：便宜，对某些细胞转染效率高（293T等）
缺点：细胞有限制性；重复性不佳：pH值、钙离子浓度、DNA浓度、沉淀反应时间、细胞孵育时间乃至各组分加入顺序和混合的方式都可能对结果产生影响。在实验中使用的每种试剂都必须小心校准，保证质量，因为甚至偏离最优条件十分之一个pH都会导致磷酸钙转染的失败。
6.DEAE-葡聚糖法：DEAE-dextran可以促使DNA结合到细胞膜上，然后通过内吞作用(endocytosis)进入细胞。
基于DEAE‐dextran的细胞转染方法适用于瞬时转染(transient tranfection)，但不适用于筛选稳定表达细胞株。
DEAE‐dextran在较高浓度作用较长时间会对细胞产生一定毒性。
一种方法为把DNA和DEAE-dextran混合后加入到细胞中，另一种方法为先用DEAE-dextran 预处理细胞，然后再加入DNA。
优点：相对简单；重复性比磷酸钙沉淀法好；基于DEAE-dextran的细胞转染方法不仅可以转染贴壁细胞也可以转染悬浮细胞。
缺点：浓度高时有一定细胞毒性；不适用于稳定转染，转染时要除掉血清。
7.脂质体转染：阳离子脂质体表面带正电荷，能与核酸的磷酸根通过静电作用将DNA分子包裹入内，形成DNA-脂复合体，也能被表面带负电荷的细胞膜吸附，再通过膜的融合或细胞的内吞作用，偶尔也通过直接渗透作用，将DNA传递进入细胞，形成包涵体或进入溶酶体其中一小部分DNA能从包涵体内释放，并进入细胞质中，再进一步进入核内转录、表达。脂质体是磷脂分散在水中时形成的脂质双分子层，又称为人工生物膜。
优点：适用于把DNA转入悬浮或贴壁培养细胞，可用于瞬时转染和稳定转染；
转染效率高，比磷酸钙法高5-100倍；
能够把DNA和RNA转染到各种细胞；
转染的稳定性好，可重复性高。
缺点：价格较贵，不适应于大批量转染；
阳离子脂质体细胞毒性相对较高，对部分细胞可能会干扰细胞的代谢。
注意事项：a.细胞密度，70%-90%融合度为佳
b.需用无血清培养基
c.换液，降低毒性
d.每种细胞的DNA与脂质体的比例需要优化。
8.纳米颗粒介导的转染：利用纳米颗粒吸附或者包裹DNA
9.病毒介导的转染：腺病毒、逆转录病毒、慢病毒载体，适用于其他方法较难转染的原代细胞，特别是免疫相关细胞，比如巨噬细胞和树突状细胞。利用产生的“假病毒”颗粒感染靶细胞，从而把目的基因导入细胞。
10.腺病毒：无包膜的线性双链DNA病毒，在自然界分布广泛。其基因组长约36kb，两端各有一个反向末端重复区（ITR），ITR内侧为病毒包装信号。E1区的缺失可造成病毒在复制阶段的流产。E3为复制非必须区，其缺失则可以大大地扩大插入容量。
构建腺病毒的要素：
a.腺病毒基因组质粒（骨架质粒）：保留了腺病毒大部分基因，但是缺失了E1，E3和包装信号缺失了E1区，不能独立复制；
b.穿梭质粒：含有多克隆位点缺失E1，不能复制有包装信号；
c.目的基因片段
d.包装细胞：293或293T（由293细胞派生，同时表达SV40大T抗原）293细胞是一株转染腺病毒E1A基因的人肾上皮细胞系，可以持久地分泌产生腺病毒E1蛋白，激活同源重组体产生包装腺病毒。故293细胞是生产、扩增腺病毒的必要条件
方法步骤及关键点：将目的基因克隆到穿梭质粒→在大肠杆菌BJ-5183中制备重组腺病毒质粒→在HEK-293细胞中包装重组腺病毒→高滴度重组腺病毒的扩增和纯化
腺病毒载体特点：I.插入DNA片段较长II.宿主范围广，可感染分裂和非分裂细胞对人致病性低III.不整合到染色体中，无插入致突变性IV.能同时表达多个基因V.与人类基因同源，故其表达的蛋白产物能够有效折叠和修饰VI.能有效进行增殖，滴度高，外源基因表达效率高VII.病毒颗粒稳定，易于浓缩和纯化VIII.表达时间短，需反复刺激IX.具有免疫原性，可能刺激宿主
11.逆转录病毒：是RNA病毒，但有逆转录酶，可使RNA转录为DNA,再整合到宿主细胞基因组。它有三个基因：gag-编码病毒的核心蛋白；pol-编码逆转录酶；env-编码病毒的被膜糖蛋白
特点：
①就目前所知，在大多数情况下，逆转录病毒的肿瘤基因（oncogene）都能够在细胞中转录；
②逆转录病毒的寄主范围相当广泛，包括无脊椎动物，其中有的还能够在人体细胞中生长；
③逆转录病毒不但感染效率高，而且通常不会导致寄主细胞的死亡，被它感染的或转化的动物细胞能够持续许多世代，保持正常生长和保持病毒感染性的能力。
优点：能够整合到宿主细胞，形成稳定表达；假病毒。
缺点：只能感染能够分裂的细胞；整合的时候会导致宿主基因组突变，有潜在的致瘤性。
12.慢病毒：（Lentivirus）载体是以HIV-1（人类免疫缺陷I型病毒）为基础发展起来的基因治疗载体。区别一般的逆转录病毒载体，它对分裂细胞和非分裂细胞均具有感染能力。
优点：分裂细胞和非分裂细胞均能感染；能够整合到基因组；免疫原性弱。
缺点：整合时同样有可能导致宿主基因组突变
13.转染效率的检测：a.免疫荧光b.流式细胞术c.Western Blotd. PCR
14.瞬时转染：是指外源基因进入受体细胞后，存在于游离的载体上，不整合到细胞的染色体上。外源基因导入细胞1-2天后收获细胞进行检测和分析。一个宿主细胞中可存在多个拷贝数，产生高水平的表达。
稳定转染：DNA整合到宿主细胞的染色体中。外源DNA整合到染色体中概率很小，大约1/104转染细胞能整合，通常需要通过一些选择性标记反复筛选，得到稳定转染的同源细胞系。
稳定转染常用的筛选药物：G418，zeocin，Puromycin等。
最常用：G418-一种氨基糖苷类抗生素，它通过抑制转座子Tn601，Tn5的基因，干扰核糖体功能而阻断蛋白质合成，对原核和真核等细胞产生毒素。
筛选阳性细胞克隆：筛选之前确定G418浓度→加药时间和维持浓度→挑选单克隆的优化→筛选后鉴定
转染后质粒整合到基因组是随机的，一般两月后（传代10代以上）还表达目的蛋白的可以认为是整合了质粒的。
15.细胞转染注意事项：
a.如为贴壁生长的细胞，一般要求在转染前一日，必需应用胰酶处理成单细胞悬液，重新接种于培养皿或瓶，转染当日的细胞密度以70‐90%（贴壁细胞）或2×106-4×106细胞/mL（悬浮细胞）为宜，最好在转染前4小时换一次新鲜培养液.。
b.用于转染的质粒DNA必须无蛋白质，无RNA和其它化学物质的污染，OD260/280比值应在1.8左右。
c.有血清时的转染：在开始准备DNA和阳离子脂质体试剂稀释液时要使用无血清的培养基，因为血清会影响复合物的形成。
d.培养基中的抗生素：抗生素一般对于真核细胞无毒，但阳离子脂质体试剂增加了细胞的通透性，使抗生素可以进入细胞。这降低了细胞的活性，导致转染效率降低。
e.一般在转染后24-48小时，靶基因即在细胞内表达。根据不同的实验目的，24-48小时后即可进行靶基因表达的检测等实验。
f.如若建立稳定的细胞系，则可对靶细胞进行筛选，根据不同基因载体中所含有的抗性标志选用相应的药物，常用的真核表达基因载体的标志物有潮霉素（hygromycin）和新霉素（neomycin）等。
16.影响细胞转染的主要因素：
a.细胞状态：健康的细胞培养物是成功转染的基础。高的转染效率需要一定的细胞密度。一般推荐在转染前24小时将细胞传代，这样可提供正常细胞代谢，增加对外源DNA摄入的可能。一定要避免细菌、支原体或真菌的污染。
b.血清：血清质量的变化直接影响转染效率。脂质体转染在有血清存在情况下效率较低，因为血清会影响复合物的形成。因此在转染前最好去除血清。
c.DNA质量：DNA质量对转染效率影响非常大。一般的转染技术（如脂质体等）基于电荷吸引原理，如果DNA不纯，带少量的盐离子、蛋白、代谢物污染都会显著影响转染复合物的有效形成及转染的进行。
d.转染技术：转染技术的选择对转染结果影响也很大，许多转染方法需要优化DNA与转染试剂比例，细胞数量，培养及检测时间等。
17.细胞转染常见问题：
a.转染效率低：I.没有使用优化条件：优化阳离子脂质体试剂和DNA的量。
II.存在抑制剂：不要在用于制备DNA‐阳离子脂质体复合物的培养基中使用抗生素，EDTA，柠檬酸盐，磷酸盐，RPMI，硫酸软骨素，透明质酸，硫酸葡聚糖或其他硫酸蛋白多糖。
III.不恰当的细胞密度：转染时融合度应为70%‐90%。
IV.阳离子脂质体试剂冻结：不要使用冻结的或储存温度低于4℃的阳离子脂质体试剂。V.质粒纯化的问题。
b.细胞死亡率高：I.DNA量太高
II.阳离子脂质体试剂量太高
III.在转染过程中使用抗菌素：在转染过程中不要使用氯霉素，青霉素或链霉素，因为阳离子脂质体试剂使细胞更敏感。
IV.细胞太少
V.对于稳定转染，筛选抗生素加入的太快：在加入筛选性抗生素前至少预留24‐48小时使细胞表达抗性基因。
四、基因沉默技术
1.基因沉默技术：从DNA或者RNA水平抑制基因表达的技术。主要包括：基因打靶技术、反义寡核苷酸技术、锌指核酸酶技术和TALEN技术、RNAi技术。
2.基因打靶技术：基因打靶是利用DNA同源重组原理，在基因组中的某一特定部位进行定点的基因重组，是研究基因的功能的有效手段。包括基因敲除（gene knock out）和基因敲入（gene knock in）。
基因敲除：主要目的是为了抑制某个基因的表达。
基因敲入：引入某个基因的表达（疾病基因），也可以用来抑制某个基因的表达。
同源重组(homologous recombination):是将外源基因定位导入受体细胞染色体上的方法，因为在该座位有与导入基因同源的序列，通过单一或双交换，新基因片段可替换有缺陷的基因片段，达到修正缺陷基因的目的。
位点特异性重组:发生在两条DNA链特异位点上的重组，重组的发生需一段同源序列即特异性位点(又称附着点；attachmentsite，att)和位点特异性的蛋白因子即重组酶参与催化。
基因打靶技术步骤：a.构建打靶载体；b.将载体导入ES细胞；c.将基因敲除ES细胞注射入胚泡，形成嵌合胚胎；d.将10-20个胚泡植入小鼠子宫；e.获得子代小鼠，筛选带有靶基因的小鼠。常用方法：PCR、Southern印迹、Northern印迹；f.杂合小鼠（+/-）间杂交，获得子二代小鼠（+/+、-/-、+/-）；g.筛选的-/-、+/-子二代小鼠。
3.反义寡核苷酸：是一类经人工合成或构建的反义表达载体表达的寡核苷酸片段，长度多为15-30个核苷酸，通过碱基互补原理，与目的基因的DNA或者mRNA结合。
目前普遍认为反义核酸可以在复制、转录、表达3个水平上发挥作用。其机制为:
(1)在细胞核内以碱基配对原理与基因组DNA 结合,从复制与转录水平发挥反义阻止作用。
(2)阻碍mRNA与核糖体的结合,从而阻碍翻译
(3)改变mRNA 的二级结构,从而阻碍核糖体的结合;
(4)与mRNA 的5’末端编码区(主要是起始密码AUG) 结合,阻止RNA 的翻译;
(5) 结合到前体RNA的外显子和内含子的连接区,阻止其剪切成熟;
(6) 作用于mRNA 的poly A 形成位点, 阻止成熟和转运
4.锌指酶技术：锌指核酸酶能够识别并结合指定的位点，高效且精确地切断靶DNA。随后细胞利用天然的DNA修复过程——“同源定向修复”或“非同源末端连接”来治愈靶的断裂，就能够进行基因组编辑，包括基因修复、基因删除和定向的基因添加。
锌指核酸酶（ZFN）：由一个DNA 识别域和一个非特异性核酸内切酶构成。DNA 识别域是
由一系列Cys2-His2锌指蛋白（zinc-fingers）串联组成（一般3~4 个），每个锌指蛋白识别并结合一个特异的三联体碱基。
优点：传统的基因敲除技术依赖细胞内自然发生的同源重组，其效率只有10-6，而锌指核酸酶的基因敲除效率能达到1-20%；周期短；可构建knockout细胞；
缺点：价格昂贵
5.TALEN（Transcription activator-like effector nucleases,转录激活子样效应因子核酸酶）：一种人工核酸酶，是用于定向基因打靶的一种新技术，有转录激活子样效应因子（TALE）和核酸酶构成。
TALE蛋白中间含有一个重复区域，该区域由33‐35个氨基酸的重复单元组成。每个重复单元的氨基酸序列高度保守，除了第12位和13位的两个氨基酸可变，即重复单元可变的双氨基酸残基（RVD）。TALE单体通过RVD识别DNA靶点上的碱基，有如下一一对应关系：NI = A, HD = C,NG = T,NN = G/A。
核酸酶（nucleases）:主要是Fok I，一种IIS型的核酸内切酶，具有特异的识别位点结构域(突变)和切割位点结构域，二聚化后才具有切割活性。
基本流程：
a.确定靶点，选择目标基因外显子中相隔17-18bp的两段14-18bp序列作为靶点，靶点识别单元串联
b.TAL靶点识别域的克隆构建
c.将TAL靶点识别域克隆入特定的真核表达载体以表达重组核酸酶
d.将重组真核表达质粒转入（卵）细胞
e.筛选突变体
6.CRISPR-Cas技术：一种来源是细菌获得性免疫的由RNA指导Cas蛋白对靶向基因进行修饰的技术。
CRISPR/CAS系统是一种广泛存在于细菌与古细菌中的，由RNA介导的、可遗传的获得性免疫系统。这种免疫系统为宿主细胞提供了对外源DNA（如噬菌体、质粒）的免疫功能。一个典型的CRISPR/CAS基因座由一个编码Cas蛋白的操纵子以及一个重复拟间隔序列组成。重复拟间隔序列由多个相同的重复序列及穿插其间的间隔序列组成，间隔序列可以特异性地识别外源核酸。
CRISPR（clustered regularly interspaced short palindromic repeats，重复拟间隔序列）：是一个特殊的DNA重复序列家族, 广泛分布于细菌和古细菌基因组中。CRISPR 位点通常由短的高度保守的重复序列(repeats) 组成, 重复序列的长度通常21~48 bp, 重复序列之间被26~72 bp间隔序列(spacer)隔开。CRISPR就是通过这些间隔序列（space）与靶基因进行识别。
Cas（CRISPR associated）：存在于CRISPR位点附近，是一种双链DNA核酸酶，能在guide RNA引导下对靶位点进行切割。它与folk酶功能类似，但是它并不需要形成二聚体才能发挥作用。
CRISPR/CAS系统首先将外源核酸加工成一定长度的间隔序列，进而将这些间隔序列整合于其基因组中成簇的短回文重复序列中，形成规律间隔的短回文重复序列（CRISPRs）。当这
些序列被转录并加工成成熟的crRNA时，便可以引导CAS蛋白对再次入侵的外源核酸进行识别以及切割。
第一步：间隔序列的获得。当细菌被外来的病毒或质粒入侵时CRISPR/CAS系统能够识别入侵者携带的外源核酸中的特殊片段（该特殊片段中存在原型间隔序列毗邻基序，即PAM，并将PAM旁的原型间隔序列加工整合入自身基因组中的CRISPR序列中。
第二步：Pre-crRNA的转录与加工。CRISPR转录产生Pre-crRNA，之后tracerRNA与
pre-crRNA结合形成双链复合物。该复合物在Cas9的存在下，被双链RNA特异的核糖核酸内切酶切割，最终产生成熟的crRNAs。
第三步：CRISPER系统对入侵核酸的切割。成熟的crRNA、tracerRNA与Cas9结合形成一个三元的沉默复合物。而后三元聚合体在crRNA的引导下与入侵的双链DNA中目的序列进行结合，由Cas9蛋白于原型间隔序列处进行切割，导致入侵噬菌体或质粒DNA降解。优势：只需合成一个sgRNA就能实现对基因的特异性修饰，Cas蛋白不具特异性。
编码sgRNA的序列不超过100bp，因此比构建TALENs和ZFNs更简单方便。
较短的sgRNA序列也避免了超长、高度重复的TALENs编码载体带来的并发症。
7.RNA干扰技术：是指细胞利用外源性或内源性小干扰RNA激发相关的酶复合物，对同源性mRNA进行切割、降解，从而在转录后水平阻断基因表达。
Dicer是RNase III家族中的一员，能特异识别双链RNA，并以ATP依赖的方式逐步切割由外源导入或者由转基因，病毒感染等各种方式引入的双链RNA，切割将RNA降解19-21bp 的双链RNAs。
RNA诱导的沉默复合体-RISC（RNA-induced silencing complex）：由核酸内切酶、核酸外切酶、解旋酶等构成，作用是对靶mRNA进行识别和降解。
第一步（起始阶段）：dsRNA在ATP参与下被Dicer切割加工成21~23nt的由正义和反义链组成的小干扰RNA（siRNA）。
第二步（效应阶段）
siRNA 在ATP参与下被RNA解旋酶解旋成单链
反义链指导形成RNA诱导的沉默复合体RISC。
活化的RISC在单链siRNA引导下识别互补的mRNA，并在RISC中的核酸内切酶作用下切割靶mRNA，最后可能再被核酸外切酶进步降解一步降解，从而干扰基因表达。
重要特征：a. RNAi是转录后水平的基因沉默机制；
b. RNAi具有很高的特异性；
c. 只有dsRNA才能诱导产生RNAi；
d. 只有针对编码区的dsRNA才能产生有效的和特异性的干扰；
e.RNAi作用迅速，mRNA快速降解；
f.RNAi效应的依赖性，只有连续产生dsRNA才能产生长期效应，否则只产生短暂沉默反应。siRNA设计原则：a. AA-N19设计原则: siRNA双链设计时，一般在靶mRNA起始密码下游100～200 bp至翻译终止密码上游50～100 bp的范围内搜寻AA序列，并记录每个AA 3’端相邻19个核苷酸作为候选siRNA靶位点。
b. 建议设计的siRNA不要针对mRNA的5’和3’端非编码区
c. GC含量在30%‐50%左右的siRNA要比那些GC含量偏高的更为有效。
d.设定负对照。作为负对照的siRNA应该和选中的siRNA序列有相同的组成，但是和mRNA 没有明显的同源性。通常的做法是将选中的siRNA序列打乱，同样要检查结果以保证它和其他基因没有同源性。
e. 靶mRNA的二级结构可能对RISC复合物产生空间位阻效应，影响siRNA的干扰活性，在设计时应该尽量避免。
f. 选出合适的目标序列进行合成。通常一个基因需要设计多个靶序列的siRNA，以找到最
有效的siRNA序列。
g. 最后还应将候选siRNA序列在GenBank表达序列标签(EST)数据库中用BLAST检索，确认所设计siRNA序列的唯性一性，以避免沉默脱靶现象。
脱靶(off-target)是指siRNA所引起的除目的序列以外的其它基因沉默的现象。
siRNA制备：
a. 化学合成：最贵的方法，但是却是最方便的，主要的缺点包括价格高，定制周期长，特
别是有特殊需求的。最适用于：已经找到最有效的siRNA的情况下，需要大量siRNA进行研究。不适用于：筛选siRNA等长时间的研究，主要是价格昂贵。
b. 体外转录：以DNA Oligo为模版，通过体外转录合成siRNAs，成本相对化学合成法而言比较低，而且能够比化学合成法更快的得到siRNAs。不足之处是实验的规模受到限制。
值得一提的是体外转录得到的siRNAs毒性小，稳定性好，效率高，只需要化学合成的siRNA 量的1/10就可以达到化学合成siRNA所能达到的效果，从而使转染效率更高。最适用于：筛选siRNAs，特别是需要制备多种siRNAs，化学合成的价格成为障碍时。不适用于：实验需要大量的，一个特定的siRNA，长期研究。
c. 长片段dsRNAs经RNase III类降解：选择通常是200-1000碱基的靶mRNA模版，用体外转录的方法制备长片断双链dsRNA，然后用RNase III (orDicer) 在体外消化，得到一众siRNAs“混合鸡尾酒”。由于siRNA混合物中有许多不同的siRNAs，通常能够保证目的基
因被有效地抑制。
优点：可以跳过检测和筛选有效siRNA序列的步骤，为研究人员节省时间和金钱。
缺点：就是有可能引发非特异的基因沉默，特别是同源或者是密切相关的基因。
最适用于：快速而经济地研究某个基因功能缺失的表型。
不适用于：长时间的研究项目，或者是需要一个特定的siRNA进行研究，特别是基因治疗d. siRNA表达载体在细胞中表达形成shRNAs：siRNA表达载体的优点在于可以进行较长期研究——带有抗生素标记的载体可以在细胞中持续抑制靶基因的表达，持续数星期甚至更久。最适用于：已知一个有效的siRNA序列，需要维持较长时间的基因沉默。
不适用于：筛选siRNA序列（其实主要是指需要多个克隆和测序等较为费时、繁琐的工作）。
e. siRNA表达框架(siRNA expression cassettes，SECs)：是一种由PCR得到的siRNA表达
模版，能够直接导入细胞进行表达而无需事前克隆到载体中。
最适用于：筛选siRNA序列，在克隆到载体前筛选最佳启动子。
不适用于：长期抑制研究。（如果克隆到载体后就可以了）。
载体介导的细胞内表达siRNA方法的特点：
I.操作简便，稳定性好;
II.siRNA表达载体一旦构建成功，可以无限制的应用于研究;
III.建立可以调节表达的系统;
IV.建立稳定表达的细胞系
siRNA转染细胞常用方法：1）磷酸钙转染；2）电穿孔；3）脂质体载体介导（目前用的较多）；4）显微注射技术；5）DNA载体转染；6）病毒
siRNA效果检测：可从mRNA和蛋白质两方面进行
1）mRNA：RT-PCR；实时定量PCR；Northern杂交等
2）蛋白质：Western杂交；ELISA；免疫荧光等
应用：a. 探索基因功能：基因沉默的工具、RNA文库的构建
b. 基因治疗领域：病毒性疾病的治疗（HIV、肝炎）、遗传性疾病的治疗、肿瘤治疗
c. 整形外科领域中的应用：消除黑色素瘤
d. 药物筛选中的应用
存在的问题：a. siRNA导入体内的效率低下，如何有效将siRNA转移入体内成为RNAi应用的最大障碍；b.体内RNA递送的靶向性；c.如何在目的基因序列上选择21-23nt左右的序列作为siRNA的模板，从目前的研究来看，序列的选择原则尚不清楚；d. siRNA的稳定性；
e. 脱靶效应，尤其在多基因家族中的非特异性问题。
五、流式细胞术
1.流式细胞术（FCM）是以高能量激光照射高速流动状态下被荧光色素染色的单细胞或颗粒，测量其产生的散射光和发射荧光的强度，从而对细胞（或微粒）进行快速多参数定性或定量检测和分选的一种细胞分析技术。
流式细胞仪（Flow Cytometer）以流式细胞术为理论基础，是集流体力学、激光技术、电子工程学、单克隆抗体技术、细胞荧光化学和计算机等学科知识为一体的高科技细胞分析仪。流式细胞术最大的特点是能在保持细胞及细胞器或微粒的结构及功能不被破坏的状态下，通过荧光探针的协助，从分子水平上获取多种信号对细胞进行定量分析或纯化分选，能够同时检测细胞表型、功能、蛋白表达、磷酸化现象等，是细胞研究的工具中唯一可以多角度，深层次剖析细胞。
单个细胞分析，同时多参数分析，速度快-10000个细胞/秒，分选感兴趣的细胞
细胞不被破坏、测量快速、大量、准确、灵敏、定量
2.工作原理：
3.散射光的测定：细胞在液柱中与激光束相交时向周围360°立体角方向散射的光线信号，它的强弱与细胞的大小、形状、胞内颗粒折射等有关，主要分为前向散射光和侧向散射光。前向散射光(forward scatter, FSC)：激光束照射细胞时，光以相对轴较小角度(0.5°～10°)向前方散射的讯号用于检测细胞等粒子的表面属性，信号强弱与细胞体积大小成正比。
侧向散射光（side scatter, SSC):激光束照射细胞时，光以90°角散射的讯号，用于检测细胞内部结构属性。细胞颗粒度及细胞内相对复杂性。
4.样品要求：
单细胞/颗粒悬液：细胞粘连可以导致检测误差；
被检细胞或颗粒大小：0.2-50μm (FACScalibur)由机器灵敏度和上样针的直径决定；
样品中至少20000个细胞，最适浓度105-107个/毫升。
5.封闭Blocking：封闭以消除非特异性染色，提高目的蛋白的准确性和降低背景
Mouse：Rat serum（IgG）、Fc Block (CD16/CD32)
6.抗体的选择：
1）满足抗体选择的基本条件：流式抗体本身也是抗体，所以首先要满足抗体选择的最基本条件：
①目标蛋白特异性：确定目的细胞的特异性表面标记或者胞内标记，知道要检测什么；
②严格按照样本种属来源进行选择，流式抗体基本无法进行种属交叉反应；
③可用于流式实验，说明书中明确标注经FC实验测试，最好有实验数据图和用量说明；
④抗体克隆号一般不需要关注，有特殊需要的情况下可以参考文献上提到的克隆；同一抗体多个克隆号的情况下，可以选择荧光标记种类最多的那个克隆。
2）确定流式细胞仪的参数配置：有几个激发光？有几个滤光片？也就是有几个检测通道。了解清楚仪器的具体型号，有助于再次确定检测通道。
3）荧光抗体的选择建议：①尽量选择直接标记有荧光的抗体；②荧光本身有强弱之分，可视抗原表达强弱及分群情况选择合适的荧光。常用荧光强弱排序为：（PE>APC>PE-cy5>Percp-cy5.5>FITC）；③可以尝试选择新型荧光Alexa Fluor、eFluor等。因为这些荧光非常明亮，对激光稳定性好，对PH值不敏感，具有水溶性。（如Alexa Fluor488与FITC检测通道相同，但是强度和淬灭时间上，前者明显强于后者。
4）多色荧光搭配的原则：①每个检测通道只能选择1种荧光素，各通道之间的荧光素可以随意搭配；②所选各种荧光素光谱的重叠应当尽量减少，否则将会导致补偿难调。
5）抗体剂量的确定：同一个产品通常会提供多个规格供您选购，可以根据实验的具体样本量确定剂量：①通常情况下流式检测一次的样本量为1*106个细胞，流式抗体所说的检测用量都是以这个细胞数量为标准的，建议对样本做细胞计数，以保证抗体标记效果最佳；
②以test为计量单位的抗体，按照总体积计算出每次加入多少ul抗体即可；
③以ug为计量单位的抗体，需要根据说明书每次抗体加入多少ug先算出能使用的次数，再通过总体积算出每次加入多少ul抗体
7.对照设置：
1）空白对照(negative control) 自发荧光/本底荧光对照
未染色的细胞：以排除自发荧光的影响-自发荧光对照。
2）同型/独特性对照(isotype control)
抗体抗原之间是否是特异性结合，排除非特异结合：用与实验抗体相同种属来源、相同剂量的抗体作为对照，消除抗体非特异性结合到组织细胞而产生的背景染色（Igisotype control）3）补偿对照
多色分析时做每种荧光素单独染色的细胞：细胞样本分别用单独的荧光抗体染色(Compensation controls)，来决定荧光重叠的水平，确定适合补偿。
4）阳性对照(positive control)
确定操作过程的正确性
8.荧光补偿Compensation：利用电子技术或计算机软件等方法将串入相邻荧光通道的信号加以扣除的技术称“荧光补偿”
所有补偿调为“0”→调节电压，用同型对照或阴性对照，使阴性群位于“左下角”→依单阳群体调节荧光补偿
9.设门：用门选择某一或某些特性（荧光特性或散射光特性）的细胞，对门内的细胞群体作进一步的分析，它是定性细胞亚群的重要方法。
10.数据显示方式：
单参数直方图( Histogram )：适用于单参数分析
双参数二维点图(Dot Plot)、等高线图(Contour Plot)、密度图(Density Plot)：多参数分析
11.应用：表面标志染色、胞内因子染色
12.流式细胞仪细胞分选Fluorescence Activated Cell Sorting：通过流式细胞仪进行细胞分选主要是在对具有某种特征的细胞需进一步培养和研究时进行的。它能够在较短的时间内从大量细胞群体中准确挑选出目标细胞。
质谱流式细胞技术（Mass Cytometry）：利用质谱原理对单细胞进行多参数检测的流式技术。
六、细胞增殖与细胞凋亡检测技术
1.细胞增殖检测技术：直接计数、胸腺嘧啶核苷（3H-TdR）掺入法、5-溴脱氧尿嘧啶核苷（Brdu）检测法、羟基荧光素二醋酸盐琥珀酰亚胺脂（CFSE）检测法、MTT检测法、CCK8、Ki67
2.直接计数：利用计数板或计数仪得出细胞的数目，然后对数目进行比较。
优点：简单-不需要特定的试剂和仪器；准确
缺点：不适合样品数量多的情况；不适合评估特定的亚群
血球计数板：细胞数/ml＝4大格细胞总数/ 4×稀释倍数×104
3.胸腺嘧啶核苷(3H-TdR)掺入法：胸腺嘧啶核苷（TdR）是DNA特有的碱基，也是DNA合成的必需物质。用同位素3H标记TdR即3H-TdR作为DNA合成的前体能掺入DNA合成代谢过程，通过测定细胞的放射性强度，可以反映细胞DNA的代谢及细胞增殖情况。
结果判定：以液体闪烁计数器测定每分的脉冲数cpm。取各管测定读数的平均值，即为0.1ml 细胞的脉冲数。再按淋巴细胞计数结果，校正成每百万淋巴细胞的脉冲数(cpm/106淋巴细胞)。也可以刺激指数（SI）表示试验结果，试验管脉冲数与对照管脉冲数之比，即为刺激指数。SI =试验孔A 570nm 均值/对照孔A 570nm均值
优点：3H-TdR掺入法敏感性高，客观性强，重复性好。
缺点：但需一定设备条件，同时还存在放射性核素污染问题。
4.5 -溴脱氧尿嘧啶核苷(Brdu)检测法：Brdu是胸腺嘧啶的衍生物，可代替胸腺嘧啶在DNA 合成期（S期），活体注射或细胞培养加入，而后利用Brdu专一性抗体，显示增殖细胞。同时结合其它细胞标记物，双重染色，可判断增殖细胞的种类，增殖速度，对研究细胞动力学有重要意义。
优点：不仅能用于体外实验，还能用于活体实验
BrdU有一大缺点，就是需要变性DNA后才能与抗体结合，但这就破坏了DNA双链结构，影响了其他染料的结合染色，导致染色弥散，准确性降低等问题。
5.CFSE检测法：
CFSE是一种可穿透细胞膜的荧光染料，具有与细胞特异性结合的琥珀酰亚胺脂基团和具有非酶促水解作用的羟基荧光素二醋酸盐基团，使CFSE成为一种良好的细胞标记物。
CFSE进入细胞后可以不可逆地与细胞内的氨基结合偶联到细胞蛋白质上。当细胞分裂时，CFSE标记荧光可平均分配至两个子代细胞中，因此其荧光强度是亲代细胞的一半。这样，在一个增殖的细胞群中，各连续代细胞的荧光强度呈对递减，利用流式细胞仪在488nm激发光和荧光检测通道可对其进行分析。
CFSE是一种很有价值的细胞标记示踪剂，不仅用于细胞增殖的体外实验,也可用于追踪细胞在体内的分裂增殖过程。
6.MTT检测法：主要反映细胞的能量代谢，是检测细胞增殖活力的一种简便准确的方法。其原理是在活细胞生长和增殖过程中，线粒体内的脱氢酶可将黄色的MTT分解成兰紫色的水不溶性的甲瓒(Formazan)，并沉积在细胞中，死细胞无此功能。二甲基亚砜（DMSO）能溶解细胞中的甲瓒，用酶联免疫检测仪在490nm波长处测定其光吸收值，可间接反映活细胞数量。在一定细胞数范围内，MTT结晶形成的量与细胞数和细胞活力成正比。
该方法已广泛用于一些生物活性因子的活性检测、大规模的抗肿瘤药物筛选、细胞毒性试验以及肿瘤放射敏感性测定等。
https://www.doczj.com/doc/c318799505.html,K8检测法：是一种基于WST-8的广泛应用于细胞增殖和细胞毒性的快速高灵敏度检测方法。
WST-8是一种类似于MTT的化合物，在电子耦合试剂存在的情况下，可以被线粒体内的一些脱氢酶还原生成橙黄色的甲瓒产物formazan。细胞增殖越多越快，则颜色越深；细胞毒性越大，则颜色越浅。对于同样的细胞，颜色的深浅和细胞数目呈线性关系。用酶联免疫检测
仪在450nm波长处测定其光吸收值，可间接反映活细胞数量。
该方法已被广泛用于些生物活性因子的一些生物活性因子的活性检测、大规模的抗肿瘤药物筛选、细胞增殖试验、细胞毒性试验以及药敏试验等。
优点：a.使用方便，省去了洗涤细胞，不需要放射性同位素和有机溶剂；b. CCK-8法能快速检测；https://www.doczj.com/doc/c318799505.html,K-8法的检测灵敏度很高，甚至可以测定较低细胞密度；https://www.doczj.com/doc/c318799505.html,K‐8法的重复性优于MTT法；https://www.doczj.com/doc/c318799505.html,K-8法对细胞毒性小；https://www.doczj.com/doc/c318799505.html,K-8细胞活性检测试剂中为1瓶溶液，毋需预制，即开即用。
缺点: a.与MTT法相比，CCK‐8的价格比较贵。
https://www.doczj.com/doc/c318799505.html,K-8试剂的颜色为淡红色,与含酚红的培养基颜色接近,不注意的话容易产生漏加或多加。
8.Ki67染色法：增殖细胞核抗原(Ki-67)是1983年由Gerdes等发现在增殖细胞中表达的一种核抗原，是目前较为肯定的核增殖标志物，只在增殖期表达(G1，S和G2/M期)，Go期缺失。与细胞有丝分裂密切相关，预示将进入分裂期的细胞数目。它在细胞有丝分裂过程中维持DNA结构的稳定性，在多种恶性肿瘤中过表达，其表达水平价细胞的增殖状态可用于评价细胞的增殖状态、肿瘤的生物学行为。
Ki-67只与增殖细胞核反应，而无组织特异性，其表达增强是细胞有丝分裂、增殖活性增强的一个可靠标记，研究表明Ki-67的表达能可靠而迅速地反映恶性肿瘤增殖率。
9.细胞凋亡检测技术：形态学检测、Annexin V、DNA Fagmentation、TUNEL、线粒体膜电位、细胞色素C释放、Caspase活性、凋亡相关蛋白检测
10.形态学检测：
1）光学显微镜和倒置显微镜
a.未染色细胞
凋亡细胞的体积变小、变形，细胞膜完整但出现发泡现象，细胞
凋亡晚期可见凋亡小体。贴壁细胞出现皱缩、变圆、脱落。
b.染色细胞
常用姬姆萨染色、瑞氏染色等。凋亡细胞的染色质浓缩、边缘化，
核膜裂解、染色质分割成块状和凋亡小体等典型的凋亡形态。
2)荧光显微镜和共聚焦激光扫描显微镜
以细胞核染色质的形态学改变为指标来评判细胞凋亡的进展情况。
常用的DNA特异性染料有：Hoechst 33342，Hoechst 33258，DAPI。三种染料与DNA 的结合是非嵌入式的，主要结合在DNA的A-T碱基区。紫外光激发时发射明亮的蓝色荧光。 细胞凋亡过程中细胞核染色质的形态学改变分为三期：Ⅰ期的细胞核呈波纹状或呈折缝
样，部分染色质出现浓缩状态；Ⅱa期细胞核的染色质高度凝聚、边缘化；Ⅱb期的细胞核裂解为碎块，产生凋亡小体。
3）透射电子显微镜观察
凋亡细胞体积变小，表面微绒毛消失，细胞质浓缩。凋亡Ⅰ期的细胞核内染色质高度盘绕，出现许多称为气穴现象的空泡结构；Ⅱa期细胞核的染色质高度凝聚、边缘化；细胞凋亡的晚期，细胞核裂解为碎块，产生凋亡小体。
11.Annexin V/PI 染色：凋亡细胞的细胞膜表面的改变之一是磷脂酰丝氨酸（PS）从细胞膜内转移到细胞膜外，使PS暴露在细胞膜外表面。
Annexin V是一种Ca+依赖的磷脂结合蛋白，Annexin V具有易于结合到磷脂类如PS的特性。对PS有高度的亲和性。
荧光染料PI（Propidium Iodide，碘化丙啶）是一种可对DNA染色的细胞核染色试剂，常用于细胞凋亡检测。它是一种溴化乙啶的类似物，在嵌入双链DNA后释放红色荧光。尽管PI 不能通过活细胞膜，但却能穿过破损的细胞膜而对核染色。
早期凋亡细胞：Annexin V+PI-、晚期凋亡细胞：Annexin V+PI+。PI或7AAD
12.DNA片段化：凋亡细胞DNA断裂点均有规律的发生在核小体之间，出现180-200bpDNA 片断，而坏死细胞的DNA断裂点为无特征的杂乱片断，利用此特征可以确定群体细胞的死亡，并可与坏死细胞区别。试剂盒检测
13.TUNEL检测：细胞凋亡中,染色体DNA双链断裂或单链断裂而产生大量的粘性3'-OH末端，可在脱氧核糖核苷酸末端转移酶（TdT）的作用下，将脱氧核糖核苷酸和荧光素、过氧化物酶、碱性磷酸酶或生物素形成的衍生物标记到DNA的3'-末端，从而可进行凋亡细胞的检测，这类方法称为脱氧核糖核苷酸末端转移酶介导的缺口末端标记法。
TUNEL技术的原理是染色体DNA断裂时产生大量的粘性3'-OH末端，而生物素或荧光素标记的dUTP在脱氧核糖核苷酸末端转移酶(TdT)的作用下掺入到DNA的3'-末端，并通过一定的显色系统使之显示出来。
凋亡产生断裂的DNA→TdT酶标记dUTP-Biotin→结合亲和素-HRP→作用于底物DAB显色14.线粒体膜电位：线粒体跨膜电位的下降，被认为是细胞凋亡级联反应过程中最早发生的事件，它发生在细胞核凋亡特征（染色质浓缩、DNA断裂）出现之前，一旦线粒体崩溃，则细胞凋亡不可逆转。
线粒体跨膜电位的存在，使一些亲脂性阳离子荧光染料如Rhodamine 123、JC-1、TMRM等可结合到线粒体基质，其荧光的增强或减弱说明线粒体内膜电负性的增高或降低。
JC-1染料在正常细胞内聚集在线粒体内，形成多聚体，发红色荧光；而在凋亡细胞内，由于线粒体膜电位的破坏，不能聚集到线粒体内，以单体的形式存在于胞质内发绿色荧光。15.细胞色素C释放：用试剂盒抽提出线粒体组分和细胞质组分，然后用细胞色素C的抗体进行Western Blot分析，可见细胞色素C有线粒体向细胞质的转位。
16.Caspase活性检测：
17.凋亡分析总体原则：
1）因为凋亡是多因素、多通路参与的过程，不能根据单一指标来判断细胞凋亡；所以需进行多指标同时检测；
2) 由于凋亡细胞不同时间出现的凋亡事件不同；而每个指征维持有一个时间段，所以需要在不同的时间点进行采样，以保证检测结果的准确性；
3）实验需要设定阳性和阴性对照，避免出现假阳性或者假阴性。
七、组织工程与干细胞工程
1.修复缺损器官的方法：
a. 异体移植强免疫排斥反应问题，失败率极高，加之异体器官来源有限，供不应求。
b. 自体移植牺牲患者自己正常器官组织为代价。
c. 组织代用品人体相容性差，不能长久使用，还易引起感染。
2.组织工程：是应用细胞生物学和工程学原理,将人体某部分的组织细胞种植和吸附在一种生物材料的支架上进行人工培养繁殖、扩增,然后移植到人体内所需要的部位,从而达到器官修复或再造的治疗目的的一种技术。
3.组织工程的核心问题是：
应用生命科学和工程技术的原理和方法，在细胞的体外培养过程中，诱导种子细胞定向分化、维持、调控乃至优化这种分化，从而形成具有和在体组织相似功能的组织或器官。
4.组织工程三个支柱：种子细胞、生长因子、生长支架
5.组织工程的关键技术：a. 组织构成细胞的培养（种子细胞）b. 生物材料及构架制备c.生物组织工程化培养系统
6.种子细胞：应用组织工程的方法再造组织与器官所用的各类细胞统称为种子细胞。
种子细胞的培养是组织工程的基本要素，种子细胞研究的目的在于获取足够数量的细胞，同时保持细胞增殖、合成基质等生物功能并防止细胞老化。组织工程种子细胞主要有三个来源：组织来源细胞：与缺损组织细胞同源的自体细胞
组织特异干细胞：主要包括骨髓基质干细胞等具有多向分化潜能的多能干细胞及皮肤、肌肉前体细胞等具有定向分化潜能的专能干细胞;
干细胞：胚胎干细胞、成体干细胞
7.生长因子：细胞的增殖与分化由各种生长因子和细胞调节，如表皮生长因子、神经生长因子、肝细胞生长因子、骨形成蛋白
8.生物材料支架-细胞外基质：要求生物相容性好，可以生物降解
可降解高分子材料：PLA、PGA、PLGA等
陶瓷类材料：多孔羟基磷灰石HA、磷酸三钙等
复合材料：将有机材料（PGA）与无机材料（HA）复合形成复合材料等
生物衍生材料：生物组织经过处理后获得的材料称为生物衍生材料。来源于人体的生物衍生材料保留了正常的网架结构,组织相容性好,是较为理想的组织工程支架材料。如胶原凝胶、脱细胞真皮构建组织工程皮肤,纤维蛋白凝胶构建组织工程软骨等。
9.组织构建的三种方式：
体内构建：种子细胞与生物材料复合后，组织尚未完全形成“成熟”时即植人体内，组织形成与生物材料降解在体内完成；
体外构建：在体外拟体内环境，应用生物反应器形成组织与器官；
原位组织构建：单纯植入生物材料支架于体内组织缺损部位，依靠周围组织细胞迁移并粘附于生物材料支架，形成并再生组织，这种方式并非经典的组织工程概念。
根据所构建组织的结构与功能的不同，组织构建的研究主要可划分为两个领域：
（1）结构复杂并具有不同代谢功能器官的组织构建研究，如肝脏、肾脏、心脏等复杂器官的组织构建。
（2）结构较为简单不执行或仅执行简单代谢功能的结构性组织的组织工程化构建研究，如：骨、软骨、肌腱、神经等组织的构建。
10.干细胞（Stem cell）即起源细胞，是一类具有自我更新和分化潜能的细胞。
11.干细胞的主要特征：形态特征和生化特征
形态特征:圆形或椭圆形；
生化特征:较高的端粒酶活性。
增殖特征：
转染步骤及经验（精华） 一、基础理论 转染是将外源性基因导入细胞内的一种专门技术。分类：物理介导方法：电穿孔法、显微注射和基因枪；化学介导方法：如经典的磷酸钙共沉淀法、脂质体转染方法、和多种阳离子物质介导的技术；生物介导方法：有较为原始的原生质体转染，和现在比较多见的各种病毒介导的转染技术。理想细胞转染方法，应该具有转染效率高、细胞毒性小等优点。病毒介导的转染技术，是目前转染效率最高的方法，同时具有细胞毒性很低的优势。但是，病毒转染方法的准备程序复杂，常常对细胞类型有很强的选择性，在一般实验室中很难普及。其它物理和化学介导的转染方法，则各有其特点。需要指出的一点，无论采用哪种转染技术，要获得最优的转染结果，可能都需要对转染条件进行优化。影响转染效率的因素很多，从细胞类型、细胞培养条件和细胞生长状态到转染方法的操作细节（见后文）。 二、转染操作流程（以常用的6孔板为例） (1) 细胞培养： 取6孔培养板，以3x104/cm2密度铺板，37℃5%CO2培养箱中培养至70%～90%汇合。(不同细胞略有不同，根据实验室优化的条件进行，汇合过分，转染后不利筛选细胞)。 (2) 转染液制备： 在EP管中制备以下两液(为转染每一个孔细胞所用的量) A液：用不含血清培养基稀释1-10μg DNA，终量100μL， B液：用不含血清培养基稀释对应量的转染试剂，终量100μL； 轻轻混合A、B液（1:1混匀），室温中置15分钟，稍后会出现微浊现象，但并不妨碍转染。 (3) 转染准备：用2mL不含血清培养液漂洗两次，再加入2mL不含血清及PS的培养液。 (4) 转染：把A/B复合物缓缓加入培养液中（缓慢滴加），轻轻摇匀，37℃温箱置6～8小时，吸除无血清转染液，换入正常培养液继续培养。 三、转染注意事项 1. 血清 A. DNA-阳离子脂质体复合物形成时不能含血清，因为血清会影响复合物的形成。 B．一般细胞对无血清培养可以耐受几个小时没问题，转染用的培养液可以含血清也可以不加，但血清一度曾被认为会降低转染效率，转染培养基中加入血清需要对条件进行优化。 C. 对于对血清缺乏比较敏感的细胞，可以使用一种营养丰富的无血清培养基OPTI-MEMⅠ培养基， 或者在转染培养基中使用血清。对血清缺乏比较敏感的贴壁细胞，建议使用LIPOFECTAMINE 2000。无血清培养基OPTI-MEM(GIBICO)很好用，有条件的话，就用它代替PBS洗细胞两遍，注意洗的时候要轻，靠边缘缓缓加入液体，然后不要吹吸细胞，而是转动培养板让液体滚动在细胞表面。如果洗的太厉害，细胞又损失一部分，加了脂质体后，细胞受影响就更大了，死亡细胞会增多。 2.抗生素（PS） 抗生素，比如青霉素和链霉素，是影响转染的培养基添加物。这些抗生素一般对于真核细胞无毒，但阳离子脂质体试剂增加了细胞的通透性，使抗生素可以进入细胞。这降低了细胞的活性，导致转染效率低。所以，在转染培养基中不能使用抗生素，甚至在准备转染前进行细胞铺板时也要避免使用抗生素。这样，在转染前也不必润洗细胞。对于稳定转染，不要在选择性培养基中使用青霉素和链霉素，因为这些抗生素是GENETICIN选择性抗生素的竞争性抑制剂。另外，为了保证无血
流式细胞仪实验方法 一、实验准备 1．标本制备： 2．最小化非特异性结合： 二、凋亡 1．凋亡的检测方法：和其它 2．PI染色法 3．Annexin V 法 4．TUNNEL法 三、细胞因子 1．激活的细胞因子 2．CBA 四、血小板 1．活化 2．活化检测 3．网织血小板 五、红细胞 1．网织红细胞 2．PNH 3．胎儿红细胞 六、肿瘤学 1．DNA 细胞周期 2．蛋白 3．多药耐药 4．微小残留白血病
第一部分标本处理 一、流式细胞术常规检测时的样品制备 (一)直接免疫荧光标记法 取一定量细胞(约1X106细胞／ml)，在每一管中分别加入50μl的HAB，并充分混匀，于室温中静置1分钟以上(),再直接加入连接有荧光素的抗体进行免疫标记反应(如做双标或多标染色，可把几种标记有不同荧光素的抗体同时加入)，。孵育20-60分钟后，用PBS(pH7．2—7．4)洗1-2次，加入缓冲液重悬，上机检测。本方法操作简便，结果准确，易于分析，适用于同一细胞群多参数同时测定。虽然直标抗体试剂成本较高，但减少了间接标记法中较强的非特异荧光的干扰，因此更适用于临床标本的检测。 (二)间接免疫荧光标记法 取一定量的细胞悬液(约1X106细胞／ml)，先加入特异的第一抗体，待反应完全后洗去未结合抗体，再加入荧光标记的第二抗体，生成抗原—抗体—抗抗体复合物，以FCM检测其上标记的荧光素被激发后发出的荧光。本方法费用较低，二抗应用广泛，多用于科研标本的检测。但由于二抗一般为多克隆抗体，特异性较差，非特异性荧光背景较强，易影响实验结果。所以标本制备时应加入阴性或阳性对照。另外，由于间标法步骤较多，增加了细胞的丢失，不适用测定细胞数较少的标本。 二、最小化非特异性结合的方法 1．荧光标记的抗体的浓度应该合适，如果浓度过高，背景会因为非特异性的相互作用的增加而增加。 2．在使用第一抗体之前，将样品与过量的蛋白一起培育，如小牛血清蛋白（BSA），脱脂干奶酪，或来自于同一寄主的正常血清来作为标记的第二抗体。这个步骤通过阻断第一抗体和细胞表面或胞结构的非特异性的交互作用来降低背景。 3．在使用第一抗体之后，将样品与5%至10%的来自于同一寄主的正常血清和作为标记的第二抗体一起培育。这个步骤会减少不必要的第二抗体与第一抗体、细胞表面或胞结构之间的交互作用。 通过用来自于同样的样品的血清稀释标记过的抗体可以略过此步骤。此步骤适用于很多方面，但有时候它也会导致已标记的第二抗体和正常血清中的免疫球蛋白的免疫复合体的形成。这种复合体会优先与一些细胞结构进行结合，或者它们最终会导致期望得到的抗体活性的丢失。 4．使用F(ab’)2片段会使背景决定于第一或第二抗体与FC受体的全分子结合。大多数的第二抗体的F(ab’)2片段容易利用。而第一抗体的F(ab’)2 存在的条件下，将新鲜组织或片段一般是不能利用或很难制作。因此，在NaN 3
应用慧星试验研究细胞D NA损伤的原理与方法 山西大学生命科学系环境生物毒理学研究室(太原030006) 孟紫强 中国辐射防护研究院二所 张连珍 提 要 对应用慧星试验(即单细胞微凝胶电泳(SCGE技术)研究细胞DNA损伤的操作过程、技术原理以及实验操作过程中应注意的事项,进行了详细介绍和讨论。 关键词 慧星试验 单细胞微凝脉电泳 DNA损伤 哺乳类细胞 淋巴细胞 诱变剂往往是通过引起DNA损伤而诱发细胞突变和癌变。近年来由Singh等改进和建立的慧星试验(Com et assay)即单细胞微凝胶电泳(SCGE)技术,是一项测定和研究细胞DNA损伤的新技术,该技术在国外有关研究领域内已得到广泛的应用〔1,2〕。但在我国有关研究报道甚少。为此,本文对我们研究室建立和改进的SCGE技术作了详细报道,以期与国内同行交流和进一步改进。 1 SCGE测定原理 哺乳类细胞和人血淋巴细胞,其DNA的分子量很高且具有严密的超螺旋结构。在理想的实验条件下,对淋巴细胞的分离、处埋、裂解、碱处理等过程均保持在避光条件下小心谨慎地操作,使细胞DNA不受损伤,其DNA结构仍象在活细胞中那样完整,外加电泳电场就不会使DNA在凝胶中泳动。因此,在理想条件下,正常对照组细胞DNA在电泳之后仍应保持在原来位置。在SCGE实验中,细胞DNA之所以从原位向电泳电场的阳极迁移,形成慧星状图象,其原因是:当细胞DNA受损伤产生链断裂时,DNA的超螺旋结构受到破坏;在细胞裂解液作用下,细胞膜、核膜及其它膜结构受到破坏,细胞内的蛋白质、RNA及其它成分均可进入凝胶而扩散到裂解液中,而核DNA分子量很高不能进入凝胶,只能留在原位。在碱处理和碱性电泳液的作用下DNA解螺旋,使DNA的断链和碱易变性DNA片断从严密的超螺旋结构中释放出来;由于这些DNA断链分子量较小且碱变性为单链,所以在电泳电场中就可以离开核DNA在凝胶分子筛中向阳极移动,形成慧星状图象。DNA受损伤愈严重,产生的断链和碱易变性片断就愈多,断链也愈小;在相同电泳条件下迁移的DNA量就愈多,迁移的距离就愈长。因此,通过测定DNA迁移部分的光密度或迁移长度就可定量测定DNA损伤程度,确定电离辐射或其它因素作用剂量与DNA损伤效应之间的关系。 我们的实验也表明,未处理的对照组淋巴细胞DNA在SCGE实验中也表现有微弱的迁移现象。我们认为这主要是由于人血淋巴细胞从静脉血分离出来之后,体外条件必竟是一种非生理条件,离开活体的细胞不可避免地会受到某些非生理条件的不利影响,使细胞中的DNA受到不同程度的损伤,导致微量DNA在电泳中迁移。我们在用碱洗脱法和DNA碱解旋速率法测定DNA单链断裂时,也发现未处理对照组的人血淋巴细胞和其它哺乳类细胞的DNA单链断裂占总DNA的5～30%〔3—5〕,也表明非生理条件能诱发DNA 损伤,与本实验结果一致。 2 SCGE实验方法 211 细胞分离和处理 (1)人血淋巴细胞分离:从健康人静脉采血015～1mL,沿离心管管壁滴加在等体积淋巴细胞分离液液面上,3500r m in离心2m in,吸取中间层淋巴细胞於10m l离心管中,加磷酸盐缓冲液(PBS)至5m l,1500r m in离心8m in,如此重复洗涤细胞两次,再将细胞悬于PBS,置4℃待用。(2)其它细胞的分离制备:对于体外培养的细胞株,若为贴壁生长的细胞,当细胞处于对数生长期时,可弃去培养液,加适量011%胰蛋白酶H ank’s溶液,在37℃下3-5m in,使细胞脱离瓶壁,用PBS洗涤细胞2—3次,调节至适当的细胞密度即可;若为悬浮培养的细胞,只需用PBS 洗涤细胞两次即可。对于实体肿瘤、胸腺、脾及其它组织,可用不锈钢剪去除结缔组织,剪碎,压研通过60目不锈钢网,再用PBS洗涤细胞2—3次,调节适当细胞密度即可。对于肝细胞的分离制备比较复杂,需经过含胶原酶和透明质酸酶的缓冲液进行器官灌注,再分离肝细胞。(3)紫外线或Χ-线照射:取新鲜分离的淋巴细胞或其它细胞悬液,用PBS调细胞浓度为1×105个细胞 m l,于冰水浴中经紫加线或60Co-Χ线照射,照后细胞置于冰水浴中,并立即用于SCGE测定。(4)化学处理:新鲜分离的淋巴细胞或其它细胞,在SCGE测定前用待测化学物在37℃下处理2-4h,细胞密度均为1×105个 m l。随后将细胞保存在4℃下或冰水浴中,立即进行测定。 212 制片 (1)磨砂载玻片:用水砂纸(粒度,N o. 380)将普通光学显微镜用的载玻片(厚度较薄为宜)单面加水轻磨,使形成的磨砂面均匀细密。磨时谨防加压过大、用力过猛,以免在载玻片面上形成粗纹痕迹。实验发现如磨砂面有粗纹划痕,细胞裂解液处理后,载玻
实验一发光细菌的急性毒性评价试验 一、实验器材 1.菌株 明亮发光杆菌（Photobacterium phosphoreum） 2.培养基 酵母膏0.5%，胰蛋白胨或多聚蛋白胨（Polypetone）0.5%，甘油0.3%，NaCl 3%，Na2HPO4 0.5%, KH2PO4 0.1%，pH6.5。固体培养基再加琼脂2%。 3.溶液、试剂及待测物质 酵母粉，蛋白胨，NaCl（AR），Na2HPO4（AR），KH2PO4（AR），甘油（AR），二甲基亚砜（AR），乙酸乙酯（AR），HCl（1M），去离子水。 4.仪器及其他用品 生物毒性测试仪；电热恒温鼓风干燥箱；振荡培养箱；DELTA 320pH计；氮吹仪；镊子，移液枪，三角锥形瓶等。 二、目的要求 1.学习了解发光细菌的急性毒性评价试验的基本原理。 2.掌握发光细菌的急性毒性评价试验的操作要领和评价方法。 三、基本原理 发光细菌是指在正常的生理条件下能够发射肉眼可见的蓝绿色荧光的细菌，这种可见荧光波长在450-490 nm之间，在黑暗处肉眼可见。不同种类发光细菌的发光机理是相同的，都是由特异性的荧光酶(LE)，还原性的黄素(FMNH2)，八碳以上长链脂肪醛(RCHO)，氧分子(O2)所参与的复杂反应，大致历程如下： FMNH2+LE→FMNH2·LE+O2→LE·FMNH2·O2+RCH→LE·FMNH2·O2·RCHO→LE+FMN+ H2O+RCOOH+光 具体来说，生物发光反应由分子氧作用，胞内荧光酶催化，将还原态的黄素单核苷酸(FMNH2)及长链脂肪醛氧化为FMN及长链脂肪酸，同时释放出最大发光强度在波长为 407-409 nm处的蓝绿光。 发光细菌法是利用灵敏的光电测量系统测定毒物对发光细菌发光强度的影响。发光细菌含有荧光素、荧光酶、ATP等发光要素，在有氧条件下通过细胞内生化反应而产生微弱荧光。当细胞活性升高，处于积极分裂状态时，其ATP含量高，发光强度增强。发光细菌在毒物作用下，细胞活性下降，ATP含量水平下降，导致发光细菌发光强度的降低。实验显示，毒物浓度与菌体发光强度呈线性负相关关系，因而，可以根据发光细菌发光强度判断毒物毒性大小，用发光度表征毒物所在环境的急性毒性。
1、凋亡细胞的观察：看过国外此法作出的凋亡细胞彗星图像，很漂亮， 用CASP软件分析后，其曲线呈典型的双峰，而正常细胞为单峰。我的一些教训：观察凋亡细胞最好把电压、电流、和电泳时间均调低，否则，凋亡细胞中的DNA片断跑的太块，荧光下根本看不到凋亡细胞的尾巴。注：我用的是中性条件，20V，200mA,20min, 凋亡细胞观察宜选用10V,100mA,10min。朋友们如果有异议，请不吝赐教，也对我有所帮助。 2、 解旋20分钟应该没问题，但是我认为您的电泳时间过长，当然我不知道 您的电泳条件（电压、电流、），我认为20分钟足够了，时间长了一是浪费时间，二是彗星图像不好，不利于分析。您的裂解时间有点短了，文献报道，最好不要少于1.5小时 3、一般100ul0.5％低熔点胶中含400个细胞就足够了 4、本版【图片仓库】子版有我做的彗星图像，感兴趣可以看看 https://www.doczj.com/doc/c318799505.html,/bbs/post/view?bid=66&id=2729243&sty=1&tpg=1&ag e=0 5、注意，CASP只读.tif扩展名的图像，如果你的相机拍摄的图像可以有.tif 格式，就更好了，如果是.jpg格式，那还要在计算机中转换一下，不过很简单 6、首先，荧光染色的东西最好马上看，否则影响结果。 其次，您的染色液量我觉得多了点，我用2ug/ml，1ml注射器1滴就可以。第三，要忠于实验结果，图象内容不能更改，可以用ACDSEE或PHOTOSHOP 转换图象格式或大小，所以，作出来的实验图象质量要好 7、。背景的选择问题，如果图片质量好的话，背景大小不同，对结果影 响不是很大，如果图片背景乱七八糟，那背景框的选择肯定对结果产生很大影响。我的建议：背景框不要太大，参考我贴的那个图。注意，背景框可以在细胞的上面或下面，如果背景框在上面时，分析后的图像（分析后出现一个头、尾分明的图像，是基本重合在细胞上的）质量很差，很不规则，那再把背景框调到下面试试，如果还是不好，那只能说你的结果质量不好了。背景框的选择关键在于分析同一批细胞，背景框要相同，才能保持资料的可比性。 结果的保存，记得好像使用说明里提到了，如果没有提到，那就是我原创的！！！呵呵，先卖个关子。FILE菜单下有一个EXPORT RESULTS（输出结果）的按钮，点击以后，默认是.TXT文本文件，好了，给你的输出文件起个名字，选择保存位置，点击确定就OK了，回到你保存的输出结果文件，发现它是一个不可识别的文件，那就直接把它的扩展名改成.TXT，打开它，看看你的结果，包括13个指标，很好，这个.TXT的结果文件可以被SPSS统计软件直接识别，不是很方便吗？？（如果你愿意把数据一个一个地输入统计软件，我也没意见，呵呵）。这里还有一个小窍门，在用SPSS读取之前，最好把你的结果文件调整一下，这也是我发现的。把所有的指标都排列到第一行，下面的结果要和指标一一对应，每个数据之间留空格（默认的），行与行之间不要用回车，就是不要有空行，其实调整起来很简单，主要是调节.TXT文本文件阅读框的宽度。调好后，SPSS软件直接识别，很方便，为你节省很大工作量，不信就试试。 8、我用双层铺胶法，自制微电泳槽，第一层:0.75％正常熔点胶，100μl，
细胞转染的操作步骤 转染，是将外源性基因导入细胞内的一种专门技术。随着基因与蛋白功能研究的深入，转染目前已成为实验室工作中经常涉及的基本方法。转染大致可分为物理介导、化学介导和生物介导三类途径。电穿孔法、显微注射和基因枪属于通过物理方法将基因导入细胞的范例；化学介导方法很多，如经典的磷酸钙共沉淀法、脂质体转染方法、和多种阳离子物质介导的技术；生物介导方法，有较为原始的原生质体转染，和现在比较多见的各种病毒介导的转染技术。红外碳硫仪理想细胞转染方法，应该具有转染效率高、细胞毒性小等优点。病毒介导的转染技术，是目前转染效率最高的方法，同时具有细胞毒性很低的优势。但是，病毒转染方法的准备程序复杂，常常对细胞类型有很强的选择性，在一般实验室中很难普及。其它物理和化学介导的转染方法，则各有其特点。 >需要指出的一点，无论采用哪种转染技术，要获得最优的转染结果，可能都需要对转染条件进行优化。影响转染效率的因素很多，从细胞类型、细胞培养条件和细胞生长状态，到转染方法的操作细节，都需要考虑。 一、细胞传代 1. 试验准备：200ul/1mlTip头各一盒（以上物品均需高压灭菌），酒精棉球，废液缸，试管架，微量移液器，记号笔，培养皿，离心管。 2. 弃掉培养皿中的培养基，用1ml的PBS溶液洗涤两次。 3. 用Tip头加入1ml Trypsin液，消化1分钟。用手轻拍培养瓶壁，观察到细胞完全从壁上脱落下来为止。 4. 加入1ml的含血清培养基终止反应。 5. 用Tip头多次吹吸，使细胞完全分散开。 6. 将培养液装入离心管中，1000rpm离心5min。 7. 用培养液重悬细胞，细胞计数后选择0.8X106个细胞加入一个35mm培养皿。8. 将合适体积完全培养液加入离心管中，混匀细胞后轻轻加入培养皿中，使其均匀分布。 9. 将培养皿转入培养箱中培养，第二天转染。 二、细胞转染 1. 转染试剂的准备 ①将400ul去核酸酶水加入管中，震荡10秒钟，溶解脂状物。 ②震荡后将试剂放在－20摄氏度保存，使用前还需震荡。 2. 选择合适的混合比例（1：1－1：2/脂质体体积：DNA质量）来转染细胞。在一个转染管中加入合适体积的无血清培养基。加入合适质量的MyoD或者EGFP的DNA，震荡后在加入合适体积的转染试剂，再次震荡。 3. 将混合液在室温放置10―15分钟。 4. 吸去培养板中的培养基，用PBS或者无血清培养基清洗一次。 5. 加入混合液，将细胞放回培养箱中培养一个小时。 6. 到时后，红外碳硫仪根据细胞种类决定是否移除混合液，之后加入完全培养基继续培养24－48小时。三、第二次细胞传代1. 在转染后24小时，观察实验结果并记录绿色荧光蛋白表达情况。 2. 再次进行细胞传代，按照免疫染色合适的密度0.8X10 个细胞/35mm培养皿将细胞重新转入培养皿中。 3. 在正常条件下培养24小时后按照染色要求条件固定。
流式检测细胞凋亡 Annexin V 检测细胞凋亡 (2) 实验原理 (2) 实验用品 (2) 操作步骤 (3) Annexin V Blocking (5) 凋亡细胞的DNA 断裂片段分析 (7) 实验原理 (7) 实验用品 (8) 操作步骤 (9) BrdU Flow Kits 检测细胞增殖 (12) 实验原理 (12) BrdU Flow Kits 试剂盒 (12) 结果分析 (17) 流式仪器设置指南 (18) 线粒体膜电位变化检测细胞凋亡 (22) 实验原理 (22) 实验用品 (22) 样本制备 (23) 结果分析 (24) 注意事项 (24) Active Caspase-3 检测细胞凋亡 (26) 实验原理 (26) 实验步骤 (27) 结果分析 (28)
Annexin V 检测细胞凋亡 实验原理 Annexin V 是检测细胞凋亡的灵敏指标之一。它是一种磷脂结合蛋白，可以与早期凋亡细胞的胞膜结合，而细胞质膜的改变是细胞发生凋亡时最早的改变之一。在细胞发生凋亡时，膜磷脂酰丝氨酸(PS) 由质膜内侧翻向外侧。Annexin V 与磷脂酰丝氨酸有高度亲和力，因而与细胞外侧暴露的磷脂酰丝氨酸结合。由于在发生凋亡时，磷脂酰丝氨酸外翻的发生早于细胞核的改变，因此，与DNA 碎片检测比较，使用Annexin V 可以更早地检测到凋亡细胞。因为细胞坏死时也会发生磷脂酰丝氨酸外翻，所以Annexin V 常与鉴定细胞死活的核酸染料(如PI 或7-AAD)合并使用，来区分凋亡细胞(Annexin V+/核酸染料-) 与死亡细胞(Annexin V+/核酸染料+)。 实验用品 1. 一次性12×75mm Falcon试管。 2. PBS缓冲液：含0.1%NaN ，过滤后2-8°C保存。 3 3. 微量加样器和加样头。
细胞转染技术原理及应用 常规转染技术可分为两大类，一类是瞬时转染，一类是稳定转染（永久转染）。前者外源DNA/RNA不整合到宿主染色体中，因此一个宿主细胞中可存在多个拷贝数，产生高水平的表达，但通常只持续几天，多用于启动子和其它调控元件的分析。一般来说，超螺旋质粒DNA转染效率较高，在转染后24-72小时内（依赖于各种不同的构建）分析结果，常常用到一些报告系统如荧光蛋白，β半乳糖苷酶等来帮助检测。后者也称稳定转染，外源DNA 既可以整合到宿主染色体中，也可能作为一种游离体（episome）存在。尽管线性DNA比超螺旋DNA转入量低但整合率高。外源DNA整合到染色体中概率很小，大约1/104转染细胞能整合，通常需要通过一些选择性标记，如来氨丙基转移酶（APH；新霉素抗性基因），潮霉素B磷酸转移酶（HPH），胸苷激酶（TK）等反复筛选，得到稳定转染的同源细胞系。 转染技术的选择对转染结果影响也很大，许多转染方法需要优化DNA与转染试剂比例，细胞数量，培养及检测时间等。一些传统的转染技术，如DEAE右旋糖苷法，磷酸钙法，电穿 孔法，脂质体法各有利弊 近年来国际上推出了一些阳离子聚合物基因转染技术，以其适用宿主范围广，操作简便，对细胞毒性小，转染效率高受到研究者们的青睐。其中树枝状聚合物（Dendrimers）和聚乙烯亚胺（Polyethylenimine，PEI）的转染性能最佳，但树枝状聚合物的结构不易于进一步改性，且其合成工艺复杂。聚乙烯亚胺是一种具有较高的阳离子电荷密度的有机大分子，每相隔二个碳个原子，即每“第三个原子都是质子化的氨基氮原子，使得聚合物网络在任何pH 下都能充当有效的“质子海绵”(proton sponge)体。这种聚阳离子能将各种报告基因转入各种种属细胞，其效果好于脂质聚酰胺，经进一步的改性后，其转染性能好于树枝状聚合物，而且它的细胞毒性低。大量实验证明，PEI是非常有希望的基因治疗载体。目前在设计更复杂 的基因载体时，PEI经常做为核心组成成分。 线型PEI（Line PEI,LPEI）与其衍生物用作基因转染载体的研究比分枝状PEI（Branched PEI,BPEI）要早一些，过去的研究认为在不考虑具体条件，LPEI/DNA转染复合物的细胞毒性较低，有利于细胞定位，因此与BPEI相比应该转染效率高一些。但最近研究表明BPEI 的分枝度高有利于形成小的转染复合物，从而提高转染效率，但同时细胞毒性也增大。超高分枝的、较柔性的PEI衍生物含有额外的仲胺基和叔胺基，在染实验中发现这种PEI的毒性 低，但转染效率却较高。 GenEscort是采用各种分枝状和超高分枝状的小分子PEI与各种含有生理条件下可降解键的交联剂交联，合成出的一系列高分枝的可降解的PEI衍生物。聚合物的分枝结构使得其具有较高的正电性，因此易于高效地包裹各种DNA、RNA分子及质粒形成小的纳米颗粒，从而提高转染效率，当所形成复合物进入细胞以后，其中所含的生理条件下可降解的化学键在细胞内水解，使交联聚合物分解为无细胞毒性的小分子PEI，这样结构的转染试剂在体外应用可以获得高的转染效率和低的细胞毒性，其可降解性对体内应用也具有重要的意义。
名词解释 1.血脑屏障：是指血液-脑组织间液和血液-脑脊液间的屏障，由血液-脑屏障、脑脊液-脑屏 障和血液-脑脊液屏障三个屏障构成。 2.内分泌系统：是一种整合性的调节机制，通过分泌特殊的化学物质来实现对有机体的控 制与调节。 3.药物依赖性：也称药物成瘾性，是精神活性物质与机体长期相互作用下造成的一种精神 状态（有时也包括身体状态），表现为强制性地连续不断地使用该药物的行为和其他反应，目的是去感受该药物所产生欣快性精神效应，或是为了避免由于停用该药物引发的戒断症状所带来的严重不适感。 4.直接致癌物：指进入机体后不需经代谢活化，直接与细胞生物大分子（DNA、RNA、蛋 白质）作用而诱发细胞癌变的化学物质。 5.间接致癌物：指进入机体后需经细胞内微粒体混合功能氧化酶系统等代谢活化后才具有 致癌性的化学物质。 6.促癌物：此类物质本身并无致癌性，严格的说不属于致癌物，但它可以与致癌物协同作 用，诱发突变细胞克隆扩增，促进癌的发生；或在致癌物作用之后，反复作用与细胞，加速癌细胞发展成为癌瘤。 7.促癌剂：具有促癌作用的物质，通过促进突变细胞的克隆扩增而发挥致癌作用。 8.前致癌物：未经代谢活化的间接致癌物称为前致癌物或原致癌物。 9.辅致癌物：有些化学物质既非引发剂，也非促长剂，本身并不致癌，但能增强引发剂和 促长剂的作用，即能加速致癌作用的过程。 10.药物的暴露：通过对暴露、时间依赖性的靶器官剂量与毒性作用关系研究解释毒性作用
机制。 11.急性毒性试验：又称单次给药毒性试验，系研究实验动物一次或24小时内多次给予受 试物后一定时间内所产生的毒性反应，观察期至少为14天。 最大耐受剂量（浓度）：（MTD）指动物能够耐受的而不引起动物死亡的最高剂量。 最小致死剂量（浓度）：（MLD）引起个别受试动物出现死亡的剂量 LD50：（半数致死量）预期引起50%动物死亡的剂量，该值是经统计学处理所推算出的结果。 12.长期毒性实验：又称重复给药毒性试验，是研究实验动物重复给予较大剂量的受试物后 产生的毒性反应特征，药物非临床安全性评价的重要内容。 13.一般生殖毒性实验：在雌雄动物交配前的交配期直至胚胎着床给药，评价受试药物对动 物生殖的毒性干扰作用，即生殖过程的第一阶段试验。 14.致畸敏感期毒性试验：妊娠动物自胚胎着床至硬腭闭合阶段给药，评价受试药物对妊娠 动物、胚胎及胎仔发育的影响。致畸敏感期毒性试验即生殖过程的第二阶段试验。15.围生期毒性试验：从胚胎着床到幼仔断奶这段时期给药，检测受试药物对妊娠及哺乳动 物、胚胎发育以及子代出生后生长发育的不良影响。围生期毒性试验即生殖过程的第三阶段试验 16.光敏反应：指皮肤对光线敏感产生的不良反应，是由某些药物（化学药物）与皮肤接触、 经特定波长的光照后引起的皮肤损伤。 17.靶点：医学上进行某些放射治疗时，放射线从不同方位照射，汇集病变部位，这个病变 部位叫做靶点。 18.靶部位：药物吸收进入机体分布于全身，通常仅对其中某些部位造成损害，被药物造成 损害的部位叫靶部位。
RNAi or siRNA Transfection 以24孔板为例，其余规格的转染见表1 1 中板，细胞密度为30-50%适宜。 注意：根据转染后细胞检测时间长短决定细胞中板密度，如果转染后需要长时间后检测，则细胞中板密度适当降低，已避免细胞过度生长导致存活降低。 2 第二天（24-36小时后）每个孔转染方式如下： A 将20pmol siRNA溶于50ul Opti-mem无血清培养基中。 B 将1ul lipo2000溶于50ul Opti-mem无血清培养基中，混匀室温放置5min。 C 将A B两管混合，放置20min。 3 转染期间，将24孔板培养基换成无血清培养基，每孔400ul。将C管mix加入24孔板对应孔中，4-6小时候换成有血清培养基。 Plasmid DNA Transfection DNA(ug):lipo 2000(ul)=1:2-3 转染时细胞密度越高，转染效率，表达效率也越高，并且可以降低细胞毒性。 1 中板。 贴壁细胞：0.5-2X105 cells/well，第二天待细胞密度达到90%以上时转染 悬浮细胞：4-8X105 cells/well，中板后随即转染。 2 转染。 A 将0.8ug DNA溶于50ul Opti-mem无血清培养基中。 B 将2ul lipo2000溶于50ul Opti-mem无血清培养基中，混匀室温放置5min。 C 将A B两管混合，放置20min。 转染期间，将24孔板培养基换成无血清培养基，每孔400ul。将C管mix
加入24孔板对应孔中，4-6小时候换成有血清培养基。 Table 1. Culture Shared reagents DNA transfection RNAi transfection 中板密度*Culture vessel Surf. area per well Vol. of plating medium Vol. of dilution medium DNA Lipofectamine ?2000 cell/well 96-well0.3cm2100ul2X25ul0.2ug0.5ul 0.5-2X105 cell/well 24-well2cm2500ul2X50ul0.8ug 2.0ul 1-3X105 cell/well 12-well4cm21ml2X100ul 1.6ug 4.0ul 2-3X105 cell/well 6-well (35mm) 10cm22ml2X250ul 4.0ug**10ul 8-10X105 cell/dish 60mm20cm24ml2X0.5ml8.0ug***20ul 2-3X106 cell/dish 10cm60cm215ml2X1.5ml24ug60ul *：中板密度根据不同细胞不同实验有所不同，这里仅提的数据仅供参
一、开机程序： 1.检查鞘液桶和废液桶。确认鞘液充满状态（鞘液为鞘液桶体积的3/4位 置，可以连续工作3个小时左右）、盖紧黑盖、管道畅通、废液桶有足 够空间容纳本批标本排弃的废液。如果要添加鞘液，要先释放鞘液桶中 气压。 2.依次打开流式细胞仪FACSCalibur稳压器、主机开关、电脑开关，打印 机。 3.气压阀置于加压位置，待流式细胞仪处于STANDBY状态，做Prime，以 排除管路中气泡。 二、运行FACSComp软件、检查仪器状况 1.制备三色标准微球样本。一般情况向1ml鞘液（或过滤PBS）中加入 1滴质控小微球，也可以根据实际情况调节浓度。 2.机器预热5 min，打开FACSComp软件，选择保持路径。选择所需校 正内容，如果使用的微球是新一批产品要输入微球的批号。 3.在软件界面左侧Assay Selection选项中选择质控类型，即实验过 程中是否需要清洗样品。 4.上样品，微球溶液上样之前要充分混匀。功能键设置在“RUN”。 5.仪器自动检查，并做电压、补偿等设置。 6.FACSComp软件运行完毕，显示结果通过测试。 7.做Set up。 8.打印校正结果，退出FACSComp程序。 备注：在质控过程中，如果提示收集细胞速度慢可以提高细胞收集速度，但是在调节灵敏度（Sens）时，一定要用“Low”的状态上样，保证仪器灵敏度的准确。在使用仪器过程中要养成好的习惯，在上样品过程中，仪器保持在“Low”“Standby”状态。 三、样品分析软件：CellQuest Pro 软件，选择“联机”。 1.
（2）对实验样本进行命名； （3）对实验通道进行预设（FSC,SSC,FL1-FL4）。 备注：如果界面被关闭，重新调出步骤： 2.调出质控模板。 3.画图 选择画图工具（一般选择散点图），Inspect 界面会自动弹出，对几个常用选项进行设定：将散点图选中（用鼠标点击散点图边框才能够 选中图形），将 更改横纵坐 备注：第一个散点图横坐标为FSC，纵坐标为SSC 。 （1一般获取10000个细胞。 （2 （ 3）将所有补偿调为0 （4）将非 52 （5）FSC和SSC （6 4.上阴性对照 将阴性对照管混匀，上机，功能键设置在“RUN”,散点图出现细胞信 号，第一个图：让细胞信号出现在自己看上去舒服的区域；其他三个 散点图，要将细胞信号调整到阴性区域，即左下角区域。通过移动通
彗星实验 彗星实验又称单细胞凝胶电泳实验。 实验原理：它能有效地检测并定量分析细胞中DNA单，双链缺口损伤的程度。当各种内源性和外源性DNA损伤因子诱发细胞DNA链断裂时，其超螺旋结构受到破坏，在细胞裂解液作用下，细胞膜、核膜等膜结构受到破坏，细胞内的蛋白质、RNA以及其他成分均扩散到电解液中，而核DNA由于分子量太大不能进入凝胶而留在原位。在中性条件下，DNA片段可进入凝胶发生迁移，而在碱性电解质的作用下，DNA发生解螺旋，损伤的DNA断链及片段被释放出来。由于这些DNA的分子量小且碱变性为单链，所以在电泳过程中带负电荷的DNA会离开核DNA 向正极迁移形成"彗星"状图像，而未受损伤的DNA部分保持球形。DNA受损越严重，产生的断链和断片越多，长度也越大，在相同的电泳条件下迁移的DNA 量就愈多，迁移的距离就愈长。通过测定DNA迁移部分的光密度或迁移长度就可以测定单个细胞DNA损伤程度，从而确定受试物的作用剂量与DNA损伤效应的关系。该法检测低浓度遗传毒物具有高灵敏性，研究的细胞不需处于有丝分裂期。同时，这种技术只需要少量细胞。 实验材料： 玻片、琼脂糖、细胞裂解液、碱性解链溶液（PH>13,200mM NaOH,1Mm EDTA）、电泳槽、超纯水、DAPI、PBS、荧光显微镜。 实验步骤： 1.制片：配制1%的琼脂糖凝胶，于微波炉中加热融化后，浸泡磨砂玻片，用吸水纸将玻 片滑面及四周吸干，自然晾干备用； 2.细胞处理：将细胞消化收集，离心后吸弃上清，用预冷的1*PBS清洗细胞一次，以1*10^5 细胞/ml悬浮细胞；
3.铺胶：将细胞与凝胶以一定的比例（1：10）混匀后迅速滴于玻片上，在显微镜下观察 细胞的数目（注意调整比例及铺板均匀），4℃黑暗环境中固化10min； 4.裂解：轻轻取出玻片，将玻片浸于预冷的细胞裂解液中，4℃避光裂解30-60min; 5.解旋：从裂解液中取出载玻片，用PBS浸泡玻片3次，每次3mim,用纸巾吸去玻片上 的液体，置于水平电泳槽，加入新鲜配制的碱性电泳缓冲液至高于玻片表面3mm以上，避光解旋30min; 6.电泳：电压30V,电流300Ma,电泳30min。 7.漂洗及染色：电泳完毕，取出玻片，用PBS浸泡2次，每次15min,以中和强碱。滴加 DAPI染色，立即置于荧光显微镜下观察。 结果观察： 荧光显微镜下20倍波长，激发波长377nm，发射波长477nm。每一个视野观察50个细胞，记录拖尾细胞数。计算拖尾细胞率=（拖尾细胞数/50）*100%。每个视野用目镜测微尺测量30个细胞的全长和头长，拖尾细胞尾长（TL）=全长-头长，计算各剂量组的平均尾长。
细胞分选的简要操作步骤 一、上样前的准备 FACSCalibur可以分选细胞进行培养或功能性研究，而这些研究需要清洁环境以保持分选后细胞不受污染继续培养，因此在样本制备，上机检测分选等过程中需严格按无菌技术操作。 1、应用无菌技术制备下列无菌工作液。 ●3L 70% 乙醇（用无菌蒸馏水配制） ●5L 无菌蒸馏水 ●5L 无菌PBS 2、在干净的鞘液筒中加入3L 70% 乙醇。盖紧盖子，振摇鞘液筒，确保桶内壁被乙醇充 分洗涤。安好鞘液筒。 3、将过滤器短接，否则乙醇将破坏滤膜。。 4、用70%乙醇冲洗收集管接口处，并喷洒进样口处的空气。 5、在收集管接口处安装2支BD 50ml收集管（若不使用浓缩器）。 6、放上一支装有70 % 乙醇的进样管。 7、设分选门（画一个空门使机器进行分选操作）。 9、从Acquire menu选择SortSetup 。在Sort Gate菜单中选择步骤７设定的分选门。 按液流控制键RUN。 10、在Setup方框中打叉，点击Acquisition Control菜单中Acquire。。 11、跑乙醇直至2支收集管注满（每管注满需要9min），点击Pause，Abort。 12、再重复上述步骤2次，共需要1h。 13、断开鞘液筒，在鞘液筒中加入500mL 无菌蒸馏水，振摇鞘液筒，倒掉液体，反复 操作直至洗净桶内壁残余乙醇。 14、在鞘液筒中加入3L无菌蒸馏水，盖紧盖子。安好鞘液筒。 15、在收集管接口处安装2支新的收集管。 16、放上一支装有无菌蒸馏水的进样管。 17、点击Acquisition Control菜单中Acquire。 18、跑无菌蒸馏水直至2支收集管注满（每管注满需要9min），点击Pause，Abort。 19、再重复上述步骤2次，共需要1h。 20、断开鞘液筒，在鞘液筒中加入3L 无菌PBS，盖紧盖子。安好鞘液筒。 21、在收集管接口处安装2支新的收集管。 22、放上一支装有无菌PBS的进样管。 23、点击Acquisition Control菜单中Acquire。 24、第一支收集管（最左）中收集15 mL PBS后取下，使PBS由左至右流入下一收集管。 重复操作至2个管都收集了15 mL PBS为止。点击Pause，Abort。 25、在收集管接口处安装2支新的收集管。若要分选动物细胞，则应用无菌技术，用无 菌PBS/4 % BSA缓冲液过夜包被50mL锥型管，将包被好的锥型管安置于收集接口。
病毒转染原理及步骤 在细胞相关的实验操作中，对于一些按常规方法难以转染甚至无法转染的细胞，通过病毒介导的实验能够大大提高基因的转导效率，以达到目的基因的高效瞬时表达。 病毒转染包括以下步骤：1构建载体2包装提纯病毒3感染靶细胞。以慢病毒为例。 慢病毒（Lentivirus）载体是以HIV-1（人类免疫缺陷I型病毒）为基础发展起来的基因治疗载体。区别一般的逆转录病毒载体，它对分裂细胞和非分裂细胞均具有感染能力。慢病毒载体的研究发展得很快，研究的也非常深入。该载体可以将外源基因有效地整合到宿主染色体上，从而达到持久性表达。在感染能力方面可有效地感染神经元细胞、肝细胞、心肌细胞、肿瘤细胞、内皮细胞、干细胞等多种类型的细胞，从而达到良好的的基因治疗效果，在美国已经开展了临床研究，效果非常理想，因此具有广阔的应用前景。 一、慢病毒载体构建原理： 慢病毒载体的包装系统一般由两部分组成，即包装成分和载体成分。包装成分由HIV-1基因组去除了包装、逆转录和整合所需的顺式作用序列而构建，能够反式提供产生病毒颗粒所必需的蛋白；载体成分则与包装成分互补，即含有包装、逆转录和整合所需的顺式作用序列，同时具有异源启动子控制下的多克隆位点及在此位点插入的目的基因。将包装成分与载体成分的多个质粒共转染包装细胞，即可在细胞上清中收获携带目的基因的复制缺陷型慢病毒载体颗粒。 慢病毒表达载体包含了包装、转染、稳定整合所需要的遗传信息。慢病毒包装质粒可提供所有的转录并包装RNA 到重组的假病毒载体所需要的所有辅助蛋白。为产生高滴度的病毒颗粒，需要利用表达载体和包装质粒同时共转染细胞，在细胞中进行病毒的包装，包装好的假病毒颗粒分泌到细胞外的培养基中，离心取得上清液后，可以直接用于宿主细胞的感染，目的基因进入到宿主细胞之后，经过反转录，整合到基因组，从而高水平的表达效应分子。
siRNA转染常见问题解答 SiRNA导入细胞有以下几种方法：化学转染技术、电穿孔法、磷酸钙共沉淀技术、显微注射和载体导入技术。选择时应该依据实验条件考虑以下因素：细胞对转入方式的承受能力、细胞对病毒侵染的易感性、细胞的生长特性等。其中，化学转染技术是目前最为常用的方法，由于电转的方法对细胞损伤比较大，一般不建议选择电转。 针对最常见的化学转染技术，有几种常见的问题以及解决方法。 一、哪种转染试剂效果好？ 在选择转染试剂时，一般要考虑的是结合特定的细胞株，而不是被导入细胞中的物质。选择细胞毒性小，转染效率高的转染试剂。脂质体试剂的毒性较大，建议选择非脂质体的转染试剂，如BIODAI的RFect系列纳米材料转染试剂。 二、转染后出现细胞死亡是什么原因？如何优化转染条件？ 转染后细胞死亡，原因也是多样的，如脂质体毒性，转染浓度过高，转染前的细胞状态不佳等都可能导致转染后细胞死亡的情况发生，这种情况下就需要适当优化转染条件；在优化转染条件时需要考虑以下因素：转染试剂和细胞特有的自身条件。例如：siRNA与转染试剂的比例、转染时间、细胞传代数和细胞密度等。一般说，转染试剂毒性小，转染时所需的细胞密度就小，如RFect系列siRNA转染试剂一般要求30-50%细胞密度，而lipo2000转染时所需的细胞密度一般在70%左右。如果经优化后细胞死亡仍很多，应及时考虑更换转染试剂。 三、如何优化siRNA与转染试剂的比例？ SiRNA的量与转染试剂的比例需要进行优化，一般选择24孔板进行优化，比较节省各 种试剂。可以在10-100nM之间设定几个siRNA的浓度水平，如30nM，50nM，80nM，100nM。 转染试剂根据说明书推荐的剂量上下浮动各3个浓度。之后siRNA的量与转染试剂的量进行 两两组合，从中选择转染效率最高的组合用于接下来的实验。如果通过荧光显微镜观察荧光 判断转染效率的话，siRNA的最低终浓度不要低于10nM，一般推荐的siRNA终浓度多在 50-100nM。这里需要说明的是，以荧光信号的强弱判断siRNA转染效果并不准确，最好采 用荧光定量PCR来判断转染效果。因为siRNA转染成功最客观的标志就是基因表达量的减 少，另外，细胞本身会吸附荧光染料，会出现非特异性吸附。
彗星实验 彗星实验 彗星实验又称单细胞凝胶电泳实验。 实验原理：它能有效地检测并定量分析细胞中DNA单，双链缺口损伤的程度。当各种内源性和外源性DNA损伤因子诱发细胞DNA链断裂时，其超螺旋结构受到破坏，在细胞裂解液作用下，细胞膜、核膜等膜结构受到破坏，细胞内的蛋白质、RNA以及其他成分均扩散到电解液中，而核DNA由于分子量太大不能进入凝胶而留在原位。在中性条件下，DNA片段可进入凝胶发生迁移，而在碱性电解质的作用下，DNA发生解螺旋，损伤的DNA断链及片段被释放出来。由于这些DNA的分子量小且碱变性为单链，所以在电泳过程中带负电荷的DNA会离开核DNA 向正极迁移形成"彗星"状图像，而未受损伤的DNA部分保持球形。DNA 受损越严重，产生的断链和断片越多，长度也越大，在相同的电泳条件下迁移的DNA量就愈多，迁移的距离就愈长。通过测定DNA迁移部分的光密度或迁移长度就可以测定单个细胞DNA损伤程度，从而确定受试物的作用剂量与DNA损伤效应的关系。该法检测低浓度遗传毒物具有高灵敏性，研究的细胞不需处于有丝分裂期。同时，这种技术只需要少量细胞。实验材料： 玻片、琼脂糖、细胞裂解液、碱性解链溶液（PH>13,200mM NaOH,1Mm EDTA）、电泳槽、超纯水、DAPI、PBS、荧光显微镜。 实验步骤： 1.制片：配制1%的琼脂糖凝胶，于微波炉中加热融化后，浸泡磨砂玻片，用吸水纸将玻片 滑面及四周吸干，自然晾干备用； 2.细胞处理：将细胞消化收集，离心后吸弃上清，用预冷的1*PBS清洗细胞一次，以1*10^5 细胞/ml悬浮细胞； 3.铺胶：将细胞与凝胶以一定的比例（1：10）混匀后迅速滴于玻片上，在显微镜下观察细 胞的数目（注意调整比例及铺板均匀），4℃黑暗环境中固化10min； 4.裂解：轻轻取出玻片，将玻片浸于预冷的细胞裂解液中，4℃避光裂解30-60min; 5.解旋：从裂解液中取出载玻片，用PBS浸泡玻片3次，每次3mim,用纸巾吸去玻片上的 液体，置于水平电泳槽，加入新鲜配制的碱性电泳缓冲液至高于玻片表面3mm以上，避光解旋30min; 6.电泳：电压30V,电流300Ma,电泳30min。 7.漂洗及染色：电泳完毕，取出玻片，用PBS浸泡2次，每次15min,以中和强碱。滴加 DAPI染色，立即置于荧光显微镜下观察。 结果观察： 荧光显微镜下20倍波长，激发波长377nm，发射波长477nm。每一个视野观察50个细胞，记录拖尾细胞数。计算拖尾细胞率=（拖尾细胞数/50）*100%。每个视野用目镜测微尺测量30个细胞的全长和头长，拖尾细胞尾长（TL）=全长-头长，计算各剂量组的平均尾长。 1 / 1